Biochemia

CUKRY

2011-07-13T00:12:00.000-07:00

Cukrowce zwane też węglowodanami lub sacharydami to aldehydy lub ketony wielowodorotlenowe. Jest to bardzo zróżnicowana grupa związków, które mogą być zarówno źródłem energii, jak i materiałem budulcowym czy zapasowym komórki. Dzieli się je na trzy klasy: (i) monosacharydy - cukry proste, (ii) oligosacharydy oraz (iii) polisacharydy - wielocukry. Oligosacharydy i polisacharydy powstają w wyniku połączenia cząsteczek cukrów prostych wiązaniami glikozydowymi.

Cukry proste o ogólnym wzorze (CH₂O)_n, gdzie n ≥ 3, w zależności od tego, czy posiadają grupę ketonową czy aldehydową, dzieli się, odpowiednio, na ketozy i aldozy. Pod względem długości łańcucha węglowego monosacharydy można dalej podzielić na triozy, tetrozy, pentozy, heksozy itd. W przypadku cukrów prostych jeden lub więcej atomów węgla to tzw. węgle asymetryczne – takie, których wszystkie cztery podstawniki są inne. Nadają one cukrom aktywność optyczną i pozwalają na tworzenie wielu stereoizomerów (form danego cukru różniących się przestrzennym układem podstawników przy węglu asymetrycznym np. izomery optyczne szeregu D i L, stanowiące swoje lustrzane odbicia). Cukry, które różnią się konfiguracją podstawników wokół jednego atomu węgla to tzw. epimery (np. D-glukoza i D-galaktoza, rys. 1).

Rys. 1. D-glukoza i D-galaktoza są epimerami względem atomu węgla 4 (C-4).

W roztworze wodnym cukry mogą istnieć w formie łańcuchowej lub pierścieniowej (furanozy lub piranozy, rys. 2).

Rys. 2. Formy pierścieniowe glukozy (α -D-glukopiranoza) i fruktozy (α -D-fruktofuranoza).

Przejście w formę pierścieniową wiąże się z utworzeniem wewnętrznego hemiacetalu i powstaniem dodatkowego węgla asymetrycznego, zwanego anomerycznym. Formy pierścieniowe cukrów występują wobec tego w postaci izomerów zwanych anomerami (forma α i β), mogącymi swobodnie przekształcać się z jednej formy w drugą. Ustalanie się stanu równowagi między obiema formami cukru powoduje zmianę skręcalności optycznej roztworu (czynność optyczna roztworu cukru polega na zdolności do skręcania płaszczyzny światła spolaryzowanego) – jest to zjawisko mutarotacji. Wolna grupa ketonowa lub aldehydowa cukrów występujących w formie łańcuchowej sprawia, że mają one właściwości redukujące, stanowiące podstawę różnego rodzaju reakcji testowych.

Istotne biologicznie cukry proste to m.in. aldehyd glicerynowy (jeden z pośredników glikolizy i glukoneogenezy), ryboza i deoksyryboza (składniki kwasów nukleinowych), rybuloza (akceptor CO₂ w cyklu Calvina) i glukoza (główny substrat energetyczny komórki). Cukry proste charakteryzują się dobrą rozpuszczalnością w wodzie, wpływają wobec tego w istotny sposób na ciśnienie osmotyczne roztworu i dlatego nie mogą być przechowywane jako materiał zapasowy.

Oligosacharydy zawierają od dwu do kilku reszt cukrowych, połączonych wiązaniami O-glikozydowymi. Typowymi oligosacharydami są np. dwucukry takie jak: sacharoza (glukoza + fruktoza połączone anomerycznymi atomami węgla wiązaniem α-1,2-glikozydowym, rys. 3) – będąca popularnym cukrem spożywczym uzyskiwanym z buraków i trzciny cukrowej, laktoza (galaktoza + glukoza połączone wiązaniem β-1,4-glikozydowym) – dwucukier występujący w mleku i maltoza (dwie reszty glukozy połączone wiązaniem α-1,4-glikozydowym) – powstająca podczas hydrolizy skrobi. Oligosacharydy z wolną grupą hydroksylową przy węglu anomerycznym wykazują właściwości redukujące (laktoza, maltoza), w przeciwieństwie do sacharozy, która nie posiadając wolnej grupy –OH przy węglu anomerycznym nie jest cukrem redukującym, tzn. żaden z pierścieni nie może ulec otwarciu z odsłonięciem grupy aldehydowej lub ketonowe.

Rys. 3. Budowa cząsteczki sacharozy (α-D-glukopiranozylo-(1→2)-β-D-fruktofuranozydu). Reszty glukozy

i fruktozy połączone są wiązaniem O-glikozydowym.

Polisacharydy (wielocukry) zbudowane są z wielu reszt monosacharydowych tworzących długie łańcuchy, które czasem mogą być rozgałęzione. Są one zwykle nierozpuszczalne w wodzie, więc nie wpływają na ciśnienie osmotyczne roztworu. Szczególne znaczenie mają: skrobia - materiał zapasowy roślin, glikogen – materiał zapasowy zwierząt, niektórych bakterii i grzybów, celuloza - podstawowy składnik ściany komórkowej roślin zielonych, chityna – składnik ścian komórkowych grzybów i szkieletu zewnętrznego stawonogów. Niezwykle istotne są różnego rodzaju pochodne cukrów, w których zmodyfikowane zostały grupy hydroksylowe. I tak ufosforylowane cukry (glukozo-6-fosforan, aldehyd-3-fosfoglicerynowy) są ważnymi metabolitami komórkowymi, a aminocukry (N-acetyloglukozamina) to składniki ścian komórek bakteryjnych. Cukry wchodzą też w skład m.in. białek powierzchniowych komórek (glikoproteiny), czy też w skład lipidów (glikolipidy). Cukry oznaczać można na kilka sposobów. (1) Metoda biologiczna - polega ona na fermentacji, w której glukoza i fruktoza są ostatecznie przekształcane w alkohol etylowy i dwutlenek węgla. (2) Metody fizyczne - polegają na oznaczaniu ciężaru właściwego roztworu cukru, czy też jego skręcalności właściwej (skręcanie płaszczyzny światła spolaryzowanego), są to metody szybkie, niemniej wymagają dużej ilości materiału. (3) Metody chemiczne – jest to liczna grupa metod oparta na właściwościach redukujących cukrów (w przypadku oligo- i polisacharydów nie posiadających właściwości redukujących konieczna jest ich wcześniejsza hydroliza). (4) Metody enzymatyczne – są to bardzo dokładne metody polegające na wykorzystaniu enzymów specyficznie przekształcających badaną cząsteczkę cukru. Często gdy jedna reakcja nie prowadzi do powstania barwnego produktu lub absorbującego w UV stosuje się dodatkowy enzym, bądź enzymy przekształcające produkt pierwszej reakcji.

Spektrofotometria to dział analizy chemicznej, gdzie podstawą ilościowego i jakościowego oznaczania substancji w roztworze jest zdolność do pochłaniania światła o określonej długości fali. Wrażenie barwy związków chemicznych jest efektem pochłaniania przez nie pewnych zakresów światła widzialnego. Spektrofotometrycznie można oznaczać tak barwne, jak i bezbarwne substancje. Te ostatnie jeśli wykazują zdolność do absorpcji w nadfiolecie lub przekształcając je w barwne pochodne. Wielkość absorpcji (absorbancja) jest miarą ilości substancji. Zgodnie z prawem Lamberta-Beera absorbancja (A) światła monochromatycznego jest wprost proporcjonalna do stężenia roztworu (c) i grubości warstwy (l) – zwykle chodzi tu o grubość kuwety spektrofotometrycznej:

A = εcl

gdzie ε to molowy współczynnik absorbancji charakterystyczny dla danego związku. W analizie ilościowej stosuje się zwykle serie roztworów związku chemicznego o znanym stężeniu (roztwory wzorcowe) w celu sporządzenia tzw. krzywej wzorcowej, która pozwala na porównywanie absorbancji substancji badanej o nieznanym stężeniu z wartościami absorbancji roztworów wzorcowych.

Jeśli ten artykuł Cię zainteresował lub w jakikolwiek sposób pomógł w zrozumieniu biochemii spróbuj teraz pomóc mi. Kliknij w jakąkolwiek reklamę na moim blogu. Dziękuję bardzo!!

Możesz odwiedzić również inny mój blog: Amazing World (amazinworld-szpak.blogspot.com)

Pozdrawiam,

SzPak.

Metody immunologiczne w biologii molekularnej

2011-07-12T23:48:00.000-07:00

Przeciwciała, zwane również immunoglobulinami, są białkami zdolnymi do wiązania z dużą swoistością i powinowactwem antygenów – substancji (białek, cukrów, lipidów lub kwasów nukleinowych) wywołujących odpowiedź immunologiczną organizmu. W wyniku tej reakcji powstaje kompleks antygen-przeciwciało. Jeśli w roztworze znajdzie się odpowiednia ilość zarówno rozpuszczalnego antygenu jak i skierowanych przeciwko niemu przeciwciał, to powstałe kompleksy mogą przybrać formę dużych agregatów, które są nierozpuszczalne w wodzie i precypitują (wytrącają się z roztworu). Reakcja przeciwciała z antygenem znajdującym się na powierzchni nierozpuszczalnej cząstki (np. komórki) może prowadzić do aglutynacji (zlepiania się ze sobą) tych cząstek (komórek). Z pięciu klas przeciwciał, najbardziej obfitymi w surowicy krwi (krew po usunięciu skrzepu) ssaków są immunoglobuliny klasy G (IgG). IgG zapewniają odporność organizmu na czynniki infekcyjne dostające się przez krew. Są też jedynymi przeciwciałami przechodzącymi przez łożysko w celu zapewnienia odporności płodowi oraz niemowlęciu po urodzeniu

Rys. 1. Schemat budowy przeciwciała.

Pojedyncze przeciwciało IgG ma masę cząsteczkową ok. 150 000 Da i składa się z czterech podjednostek (dwa ciężkie i dwa lekkie łańcuchy polipeptydowe). Schematycznie budowa IgG przedstawiana jest jako duża litera Y (rys. 1), której każde z jej dwóch górnych "ramion" zawiera po jednym miejscu wiążącym antygen (fragment Fab), zaś dolna "nóżka" stanowi fragment Fc, odpowiedzialny za oddziaływanie z innymi elementami układu odpornościowego. Jednym z tych elementów jest dopełniacz – układ licznych, zależnych od siebie białek surowicy, którego aktywacja prowadzi do zniszczenia (lizy) obcych komórek w krwi, np. komórek bakteryjnych przy infekcji lub erytrocytów po przetoczeniu biorcy krwi dawcy z niewłaściwą grupą (rys. 2).

Rys. 2. Udział dopełniacza w reakcji odpornościowej organizmu

Różnorodność przeciwciał wytwarzanych przez dany organizm jest ogromna (u człowieka szacuje się ją na ponad 108!), ponieważ mają one rozpoznawać/wiązać teoretycznie wszystkie antygeny, z którymi może się on zetknąć w swoim otoczeniu (odkrycie jak taka wielka różnorodność przeciwciał zakodowana jest w materiale genetycznym komórki ssaczej zostało wyróżnione Nagrodą Nobla). Co więcej, organizm naturalnie wytwarza wiele różniących się między sobą przeciwciał skierowanych przeciwko temu samemu antygenowi. Dlatego surowice/przeciwciała przeciwko antygenowi otrzymane z krwi jakiegoś organizmu, np. królika, nazywane są poliklonalnymi. Przy użyciu specjalnej techniki (wyróżnionej również Nagrodą Nobla) możliwa jest także produkcja, np. w hodowli komórek mysich, preparatów identycznych (monoklonalnych) przeciwciał przeciwko danemu antygenowi. Ze względu na wybiórcze działanie (rozpoznawanie w zasadzie tylko "swojego" antygenu) przeciwciała są niezastąpionym narzędziem mającym zastosowanie w medycynie – przy leczeniu, diagnostyce i profilaktyce oraz w badaniach naukowych. Typowe przykłady zastosowania przeciwciał w leczeniu to podanie surowicy z wysokim mianem odpowiednich przeciwciał, otrzymanej z innego organizmu, przy infekcji tężcem, błonicą, wścieklizną, zapaleniu wątroby typu B czy po ukąszeniu przez żmiję lub podanie stosownych przeciwciał w przypadku ciąży z konfliktem serologicznym (niezgodnością w zakresie czynnika Rh). W diagnostyce obecność stosownych przeciwciał we krwi jest wykorzystywana do oznaczania grup krwi oraz kontaktu osoby z niektórymi czynnikami infekcyjnymi, np. wirusem HIV czy prątkami gruźlicy. Przeciwciałami stwierdza się także obecność pewnych substancji w próbkach, np. hormonów przy testach ciążowych. W profilaktyce, na drodze szczepień ochronnych (np. przeciwko odrze, zapaleniu wątroby typu B czy cholerze) organizm nabywa zdolności wytwarzania odpowiedniej ilości przeciwciał we krwi, których celem w przyszłości będzie zapobieganie tym infekcjom. W badaniach naukowych przeciwciała wykorzystuje się w szeregu technik używanych przy izolacji i charakterystyce białek. Opis czterech z takich technik podany jest poniżej. Immunobloting (rys. 3) polega na rozdzieleniu mieszaniny białek za pomocą elektroforezy w żelu poliakryloamidowym w obecności SDS, przeniesieniu ich na błonę (tzw. elektrotransfer) i identyfikacji wśród związanych z błoną białek, badanego białka za pomocą specyficznych dla niego przeciwciał.

Rys. 3. Identyfikacja białek metodą immunoblotingu.

Powstałe kompleksy antygen-przeciwciało wykrywane są przy użyciu kolejnych przeciwciał (rozpoznających fragment Fc specyficznych przeciwciał), sprzężonych z enzymem katalizującym reakcję z barwnym, nierozpuszczalnym produktem. W efekcie na błonie, w miejscu gdzie znajduje się badane białko, pojawia się barwny prążek. Termin immubloting stosowany jest także w węższym zakresie – obejmującym tylko detekcję białka na błonie za pomocą przeciwciał wraz z barwną reakcją enzymatyczną. Wynika to z faktu, że elektroforeza a następnie elektrotransfer białek nie są jedynym sposobem przygotowania błony z związanym badanym białkiem. Przy niektórych badaniach wystarczy po prostu nanieść kilka kropel roztworu próbki, zawierającej badane białko, bezpośrednio na błonę.
Immunofluorescencja polega na ustaleniu lokalizacji badanego białka w preparacie tkanki lub komórki za pomocą specyficznych przeciwciał. Powstałe kompleksy antygen-przeciwciało wykrywane są przy użyciu kolejnych przeciwciał (rozpoznających fragment Fc specyficznych przeciwciał), sprzężonych z fluoryzującym barwnikiem, widocznym w mikroskopie fluoroscencyjnym.
Immunoprecypitacja jest metodą stosowaną do izolacji, z mieszaniny białek w roztworze (np. lizacie komórkowym), niewielkich ilości badanego białka za pomocą specyficznych dla niego przeciwciał. Powstałe kompleksy antygen-przeciwciało odzyskiwane są z roztworu, przy użyciu białka A (wiążącego fragment Fc specyficznych przeciwciał), sprzężonego z nierozpuszczalnym nośnikiem (np. agarozą), w postaci osadu po zwirowaniu.
Chromatografia powinowactwa jest techniką stosowaną do oczyszczania białek, umożliwiającą otrzymanie w pojedynczym etapie dużych ilości czystego badanego białka, w oparciu o jego swoiste oddziaływanie ze stosownym złożem. Takim złożem może być agaroza, trwale połączona ze specyficznym przeciwciałem w kolumnie chromatograficznej. Po związaniu do takiego złoża badanego białka (jako jedynego z całej mieszaniny białek), jest ono od niego odpłukiwane odpowiednim buforem.

Jeśli ten artykuł Cię zainteresował lub w jakikolwiek sposób pomógł w zrozumieniu biochemii spróbuj teraz pomóc mi. Kliknij w jakąkolwiek reklamę na moim blogu. Dziękuję bardzo!!

Pozdrawiam,

SzPak.

Izolacja i oczyszczanie białek

2011-07-12T23:26:00.000-07:00

Cel, w jakim ma być wykorzystane białko, determinuje dobór materiału biologicznego, z którego jest ono izolowane oraz metody jego oczyszczania. Zależą one od tego, czy otrzymywane białko powinno zachować swoją formę natywną i aktywność biologiczną (np. w badaniach enzymatycznych); czy powinno zostać oczyszczone do homogenności (np. w badaniach strukturalnych) lub czy ma być zastosowane jako lek. Najkorzystniejszym źródłem białka będzie materiał zawierający jak najwięcej izolowanego białka dającego się łatwo otrzymać w roztworze w formie stabilnej, a jednocześnie ubogi w zanieczyszczenia i możliwie najtańszy. Obecnie coraz częściej w celu uzyskania potrzebnych białek przeprowadza się ich produkcję w komórkach bakteryjnych, drożdżowych lub w hodowlach komórek ssaczych. Otrzymane w ten sposób białka nazywane są białkami rekombinowanymi. Zaletą takiego podejścia jest możliwość otrzymania dużej ilości potrzebnego białka, a jego oczyszczanie do homogenności jest stosunkowo proste. Dla każdego białka powinno się zastosować indywidualny schemat oczyszczania wykorzystujący jego własności fizykochemiczne i biologiczne.

Oczyszczanie białka można podzielić na kilka etapów:

1. wyodrębnianie z materiału biologicznego: rozdrobnienie materiału, rozbicie tkanek i komórek (homogenizacja, rozbicie ultradźwiękami), ekstrakcja białka do roztworu wodnego i usunięcie pozostałego materiału poprzez odwirowanie lub przesączenie,

2. wstępne oczyszczanie (opcjonalne): wytrącenie białka z roztworu w wyniku frakcjonowania wzrastającymi ilościami rozpuszczalników lub wysolenie siarczanem amonu i usunięcie czynnika wytrącającego białko przy pomocy dializy,

3. oczyszczanie: chromatografia (patrz niżej),

4. zmiana warunków jonowych (opcjonalne): dializa (patrz niżej),

5. analiza czystości preparatu: elektroforeza (patrz niżej).

Najczęściej izolację białek przeprowadza się w niskiej temperaturze (2 - 4^oC) i w obecności inhibitorów proteaz (enzymów degradujących białka).

Chromatografia jest to szeroki zakres metod używanych do rozdzielania i/lub analizowania złożonych mieszanin związków różniących się właściwościami fizykochemicznymi (ładunkiem, wielkością, kształtem, rozpuszczalnością), a także właściwościami biologicznymi. Metodami chromatograficznymi można rozdzielać aminokwasy, peptydy, białka, nukleotydy, kwasy nukleinowe, lipidy i cukry. Cząsteczki podlegające rozdziałowi chromatograficznemu rozmieszczają się pomiędzy dwie fazy: fazę stacjonarną i fazę ruchomą, która przepływa przez fazę stacjonarną. W zależności od rodzaju fazy stacjonarnej rozróżniamy chromatografię bibułową, cienkowarstwową, gazową i cieczową. Białka rozdzielamy metodą chromatografii cieczowej, gdzie fazę stacjonarną stanowi złoże hydrofilowe, które mogą stanowić nierozpuszczalne związki agarozy, dekstranu lub polimerów akryloamidu. Przy oczyszczaniu białek najczęściej wykorzystujemy chromatografię kolumnową. Kolumna to rurka szklana, plastikowa lub metalowa wypełniona złożem (faza stacjonarna) zrównoważonym buforem o odpowiednim składzie jonowym i pH. Mieszaninę rozdzielanych białek wprowadzamy na kolumnę w buforze fazy ruchomej. Im większe powinowactwo białka do fazy stacjonarnej tym wolniej przesuwa się na kolumnie. Białka są eluowane (wymywane) z kolumny kolejnymi porcjami buforu w zależności od ich powinowactwa do złoża – najsłabiej zaadsorbowane pojawią się w eluacie jako pierwsze, najsilniej – jako ostatnie. Różne typy chromatografii cieczowej wykorzystują różne własności białek (tab. 2).

Tab. 2. Wybrane typy chromatografii białek

Aby otrzymać wysoce oczyszczone białko na ogół trzeba zastosować procedurę składającą się z kilku rozdziałów chromatograficznych. Techniki chromatograficzne różnią się złożami fazy stacjonarnej. W ramach tego ćwiczenia wykonana zostanie chromatografia kolumnowa na przykładzie filtracji żelowej. Do filtracji żelowej wykorzystuje się obojętne chemicznie, hydrofilowe, usieciowane złoże, uformowane w ziarna z porami o ścisle określonych wymiarach. Cząsteczki większe niż pory nie mogą do nich wniknąć i przemieszczają się w kolumnie szybciej niż małe cząsteczki, które zajmują przestrzeń wewnątrz i na zewnątrz ziaren. Zatem, w wycieku z kolumny jako pierwsze pojawią się większe cząsteczki (rys. 2).

Rys. 2. Chromatografia kolumnowa białek na przykładzie filtracji żelowej.

W zależności od stopnia usieciowania złoża można rozdzielać białka o różnej wielkości. Filtrację żelową można stosować także do usuwania substancji drobnocząsteczkowych z preparatów izolowanego białka oraz do wyznaczania masy nienaruszonych kompleksów wielobiałkowych. Inną metodą pozwalającą na usunięcie z wodnego roztworu związków drobnocząsteczkowych (takich jak np. sole, rozpuszczalniki organiczne, aminokwasy, nukleotydy oraz cukry proste) jest dializa. Polega ona na przechodzeniu przez półprzepuszczalną błonę (np. celulozową błonę woreczka dializacyjnego) cząsteczek mniejszych niż pory w tej błonie, do roztworu na zewnątrz woreczka, a zatrzymywaniu w roztworze w woreczku cząsteczek zbyt dużych, aby mogły przejść przez te pory (substancji wielkocząsteczkowych, np. białek lub kwasów nukleinowych). Przechodzenie przez błonę trwa do momentu wyrównania stężenia danego związku drobnocząsteczkowego po obu stronach błony i można je “napędzać” poprzez stałe mieszanie i wymianę roztworu na zewnątrz woreczka. Podczas kolejnych etapów oczyszczania oznacza się stężenie białka i ewentualnie jego aktywność enzymatyczną, co pozwala na stworzenie tzw. bilansu prepratyki. Stężenie białka można określić bezpośrednio mierząc absorpcję w świetle UV przy długości fali 280 nm (absorpcja aminokwasów aromatycznych) lub przeprowadzając w sposób ilościowy białka w barwne kompleksy i mierząc ich absorpcję w świetle widzialnym. Czystość otrzymanych preparatów białkowych kontrolujemy elektroforetycznie (metoda analityczna).

Elektroforeza oznacza przemieszczanie się cząstek obdarzonych ładunkiem (jonów) w polu elektrycznym, np. cząsteczek białek lub kwasów nukleinowych. Większość metod elektroforetycznych wykorzystuje specyficzne nośniki – żele poliakryloamidowe lub agarozowe, bibułę. Przemieszczanie się jonów w polu elektrycznym zależy od ich ładunku, wielkości i kształtu. Im większy jon lub bardziej rozbudowany jego kształt tym wolniej porusza się w polu elektrycznym, a im bardziej naładowany – tym porusza się szybciej. Jony naładowane ujemnie migrują do anody, naładowane dodatnio do katody. W przypadku cząstek zawierających w swym składzie ugrupowania naładowane dodatnio i ujemnie (np. białka), o kierunku migracji decyduje ich ładunek wypadkowy. Białka najczęściej rozdzielamy metodą elektroforezy w żelach poliakryloamidowych w obecności SDS (SDSPAGE, polyacrylamide gel electrophoresis), przy której ich rozdział jest zależny tylko od ich wielkości. SDS (dodecylosiarczan sodu) jest detergentem anionowym denaturującym i opłaszczającym białko, w wyniku czego łańcuch polipeptydowy: (a) traci struktury wyższego rzędu i (b) staje się anionem. Dodatkowo, przeprowadza się redukcję wiązań dwusiarczkowych białka i w wyniku tego jego poszczególne łańcuchy polipeptydowe funkcjonują w roztworze niezależnie od siebie. W efekcie, wszystkie białka (łańcuchy polipeptydowe) mają taki sam, liniowy kształt oraz ładunek ujemny, a szybkość ich migracji w żelu zależy wyłącznie od ich wielkości. Białka na ogół są bezbarwne. W związku z tym po przeprowadzonym rozdziale żel trzeba zabarwić, aby uwidocznić obecne w nim białka. W tym celu najczęściej stosuje się barwienie błękitem kumasyny lub związkami srebra. SDS-PAGE wykorzystuje się także do wyznaczania masy cząsteczkowej analizowanego białka (przez porównanie z wielkością białek wzorcowych) oraz do określania liczby jego podjednostek polipeptydowych.

Jeśli ten artykuł Cię zainteresował lub w jakikolwiek sposób pomógł w zrozumieniu biochemii spróbuj teraz pomóc mi. Kliknij w jakąkolwiek reklamę na moim blogu. Dziękuję bardzo!!

Pozdrawiam,

SzPak.

Aminokwasy, Peptydy i Białka

2011-07-12T22:43:00.000-07:00

Aminokwasy

Aminokwasy są to związki drobnocząsteczkowe, będące podstawowymi jednostkami strukturalnymi peptydów i białek. W budowie białek wszystkich organizmów uczestniczy tylko 20 typowych aminokwasów. W cząsteczce typowego aminokwasu (α-aminokwasu) wyróżnia się centralnie położony atom węgla α, do którego przyłączone są kowalencyjnie: grupy aminowa i karboksylowa, atom wodoru oraz łańcuch boczny (R) (rys. 1).

Łańcuchy boczne determinują właściwości fizykochemiczne aminokwasów. Podział aminokwasów ze względu na budowę ich łańcucha bocznego przedstawiono w tab. 1.

Tab. 1. Podział aminokwasów występujących w białkach ze względu na właściwości
łańcucha bocznego.

U niektórych organizmów występują dodatkowe aminokwasy, które nie uczestniczą w budowie białek

(np. ornityna i cytrulina).

Peptydy i białka

Aminokwasy mogą łączyć się między sobą wiązaniem peptydowym, które jest tworzone między grupą α−karboksylową jednego aminokwasu a α-aminową kolejnego (rys. 1). Powstają wówczas peptydy.

Rys. 1. Budowa aminokwasu oraz tworzenie wiązania peptydowego.

Cząsteczki zbudowane z <25 reszt aminokwasowych określa się mianem oligopeptydów, a dłuższe, zbudowane z >25 reszt aminokwasowych – polipeptydów. Przykładami oligopeptydów występujących w naturze są: przeciwutleniacz glutation, niektóre hormony (np. oksytocyna lub wazopresyna) oraz niektóre antybiotyki (np. gramicydyna lub walinomycyna). Łańcuch polipeptydowy stanowi podstawę budowy białka. Białka mogą być zbudowane z więcej niż jednego łańcucha polipeptydowego, a w ich cząsteczkach mogą występować ugrupowania nie będące resztami aminokwasowymi (np. hem w hemoglobinie). Masę cząsteczkową białek podaje się w daltonach (Da), przy czym 1 dalton równy jest 1 atomowej jednostce masy (u). W wyniku fałdowania łańcucha polipeptydowego powstaje specyficzna konformacja (kształt) białka. Wyróżnia się cztery poziomy struktury przestrzennej białek:

1. struktura pierwszorzędowa – sekwencja aminokwasowa; skład aminokwasowy determinuje właściwości fizykochemiczne białka a także kolejne poziomy jego struktury,

2. struktura drugorzędowa – przestrzenne ułożenie reszt aminokwasowych znajdujących się blisko siebie w łańcuchu polipeptydowym; do najczęściej występujących struktur drugorzędowych należą: α helisa, struktura β i zwrot β,

3. struktura trzeciorzędowa – przestrzenne ułożenie całego łańcucha polipeptydowego, ułożenie względem siebie poszczególnych struktur drugorzędowych,

4. struktura czwartorzędowa – dotyczy białek zbudowanych z więcej niż jednego łańcucha polipeptydowego i oznacza ułożenie względem siebie podjednostek polipeptydowych i rodzaj oddziaływań między nimi. Struktura białek utrzymywana jest przy udziale wiązań kowalencyjnych, jonowych, hydrofobowych, wodorowych i sił van der Waalsa. Generalna tendencja rządząca fałdowaniem białek to dążenie do ukrycia reszt hydrofobowych wewnątrz cząsteczki, a eksponowanie reszt polarnych na jego powierzchni w przypadku białek znajdujących się w środowisku hydrofilowym. Białka występujące w środowisku hydrofobowym (np. w błonie komórkowej) wykazują tendencję odwrotną.

Obecnie w badaniach białek można wyróżnić dwa podejścia:

• podejście klasyczne polegające na izolacji pojedynczego białka i jego dalszej analizie,

• podejście proteomiczne polegające na badaniu wzajemnych zależności białek, ich współoddziaływania.

Opiera się ono nie na izolacji poszczególnych białek, ale na analizie całych kompleksów wielobiałkowych lub nawet całego komponentu białkowego organelli lub komórki (proteomu).

Jeśli ten artykuł Cię zainteresował lub w jakikolwiek sposób pomógł w zrozumieniu biochemii spróbuj teraz pomóc mi. Kliknij w jakąkolwiek reklamę na moim blogu. Dziękuję bardzo!!

Pozdrawiam,

SzPak.

Witam

2011-07-12T22:22:00.000-07:00

Wkrótce ropoczniemy blogowanie na tematy związane z biochemią, genatyką i biologią melekularną. Mam nadzieję, że zamieszczane tutaj informacje każdemu w czymś pomogą.
Pozdrawiam