RNAse free

"Música para minhas ostras"

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sun, 03 Nov 2013 20:59:00 +0000

Em um dos meus últimos textos, escrevi sobre os desafios que as ostras enfrentam por não poderem se locomover: quando algo no ambiente ao seu redor não vai bem, elas tem que lidar com isso, pois fugir não é uma opção. Mas algo que não mencionei é que as ostras não são sésseis durante toda a sua vida. Nos primeiros estágios do seu desenvolvimento, elas passam por fases larvais quando, apesar de não nadarem ativamente contra correntes, se movem verticalmente, para cima e para baixo, na coluna d'água. Nesta fase da vida, a larva tem que "tomar uma decisão" que irá determinar a sua sobrevivência: selecionar um local apropriado para se estabelecer, se fixar e continuar o seu desenvolvimento até a fase adulta e séssil. Um local para passar o resto da sua vida. Uma grande decisão! Como estas pequenas larvas, comparáveis a uma gota no oceano, conseguem fazer isso é uma pergunta que cientistas já vinham investigando, mas que ainda não sabem responder completamente.

Sabemos que as larvas conseguem processar alguns sinais físicos e químicos do ambiente, como salinidade, a presença de substâncias químicas e características como a textura da superfície. Mas estes são fatores que só podem ser avaliados em pequena escala, em uma pequena área, pré selecionada pela larva. É como procurar um apartamento para morar. Primeiro, você irá escolher um ou poucos bairros de preferência, em seguida, irá selecionar anúncios que parecem atender as suas necessidades de preço, espaço, etc, e, por fim, irá selecionar somente alguns apartamentos para visitar pessoalmente, pois seria impossível visitar todos os apartamentos a venda em uma grande cidade. Da mesma forma, seria impossível para uma larva inspecionar todo o fundo do mar, até encontrar um local apropriado para se fixar. Já que larvas não podem ligar para um corretor, como elas fazem isso?

Acontece que as ostras gostam de uma vizinhança barulhenta. Os recifes e outras zonas entremarés, locais preferidos pelas ostras, são ecossistemas que produzem bastante ruído. Ao contrário de outras áreas do fundo do mar, que não tem uma concentração grande de organismos, os recifes estão repletos de peixes e invertebrados que produzem ruídos tão altos que podem até ser ouvidos por mergulhadores.

Pesquisadores da Universidade da Carolina do Norte (EUA) se perguntaram se as larvas de alguma forma se guiam pelos sons emitidos por esses ecossistemas. Para testar esta hipótese, eles gravaram os sons de um recife de ostras e também de uma área sem recifes e viram que os perfis sonoros produzidos são realmente diferentes. No laboratório, eles fizeram testes com larvas em tanques, e viram que um maior número de larvas se fixou no substrato quando expostas aos sons característicos de um recife, do que quando expostas aos sons da zona sem recifes ou a som algum. Os pesquisadores também fizeram esse experimento no ambiente natural, colocando as larvas, em recipientes que somente o som atravessa, nas águas de um recife, e em uma área sem recifes. O mesmo resultado foi obtido!

Tudo isso indica que o som é realmente um sinal importante para as larvas se estabelecerem no ambiente apropriado e, é possível que isso também se aplique a várias outras espécies animais que também passam pelo estágio de larva. Mais do que interessante, esta descoberta é importante para a conservação destas espécies, para projetos que buscam recuperar recifes de ostras, ameaçados em muitas partes do mundo, e levanta questões importantes sobre os impactos da poluição sonora em ambientes aquáticos. E como na ciência, uma resposta acaba criando novas perguntas, fica a questão: como as larvas percebem, processam e interpretam o som?

-------------------------------------------------

Ficou curioso para saber como é o som dos recifes de ostras? Você pode ouvir as gravações feitas pelos cientistas neste site: http://www.dosits.org/audio/interactive/#/78

--------------------------------------------------

Referências:

Lillis, Ashlee et al. (2013) Oyster Larvae Settle in Response to Habitat-Associated Underwater Sounds. Plos One, 8(10), e79337. DOI: 10.1371/journal.pone.0079337

Listen Up: Oysters May Use Sound to Select a Home: http://news.ncsu.edu/releases/oyster-sound/

Feliz Dia do DNA!

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Thu, 25 Apr 2013 16:18:00 +0000

Em 1953, há exatos 60 anos, Watson e Crick desvendaram a estrutura do DNA e o pareamento de bases e assim abriram caminho para um mundo de possibilidades na biologia. Hoje, muitas destas possibilidades se tornaram realidade e até exceção para a famosa dupla hélice de DNA foi encontrada, com a descoberta do DNA quadrúplex-G em células humanas. Por outro lado, somente no ano passado foi possível fotografar diretamente a dupla hélice do DNA, que até então havia sido evidenciada apenas por métodos indiretos (mas não pouco precisos!).

À esquerda, representação do DNA quadrúplex-G (crédito: Thomas Splettstoesser). Á direita, primeira foto do DNA dupla hélice obtida por microscopia eletrônica (crédito: Enzo Di Fabrizio)

É praticamente impossível resumir tudo o que foi feito na área da genética molecular neste período, mas alguns números nos mostram a dimensão da produção científica nestes 60 anos. No Pubmed, um dos principais bancos de dados para pesquisas bibliográficas na área biomédica, há mais de 1,7 milhão de artigos publicados contendo o termo “gene”. O GenBank, banco de dados de sequências de DNA, não para de crescer e atualmente possui cerca de 1,6 bilhão de sequencias de DNA depositadas por pesquisadores de todo o mundo. Depois do sequenciamento do primeiro genoma humano, que inaugurou esta era de genomas completos, os genomas de outras 1000 pessoas já foram sequenciados. Antes, havíamos conhecimento das causas genéticas de apenas 60 doenças humanas, hoje, este número aumentou para 5000! E, além disso, o genoma de outras 182 espécies eucarióticas e de 4143 procariotos já foram sequenciados (Fonte: GOLD genomes online database).

Todo esse conhecimento nos ajuda a entender mais sobre a biologia de cada espécie, como também sobre como elas se relacionam e como evoluem. Quanto mais genomas conhecemos, melhor conseguimos identificar quais são as “peças” fundamentais em qualquer sistema biológico e quais são as “peças” exclusivas que tornam cada espécie única, não só na sua forma, como nas suas estratégias para sobreviverem em um ambiente particular. Os aplicações e desdobramentos deste conhecimento são muitos e fazem crescer a passos largos as áreas de biotecnologia e biologia sintética que buscam criar soluções com base em sistemas biológicos.

No dia do DNA, temos muito o que comemorar! Mas temos também muito o que desejar, pois ainda há muito para descobrirmos, entendermos e, por que não, criarmos nesta área.

Feliz dia do DNA!

Com quantos genes se faz uma ostra?

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Fri, 19 Apr 2013 16:43:00 +0000

Diante de uma ameaça ou perigo eminente, qual a sua reação? Eu admito que quando aparece uma barata, eu saio correndo! Embora baratas não façam mal algum, diante de uma ameaça real, nosso instinto geralmente é o de fuga. É fácil entender porque poder se locomover é uma grande vantagem entre os animais e não somente em situações de perigo eminente, como a aproximação de um predador. Se por qualquer motivo “o mar não estiver para peixe”, é possível procurar refúgio ou melhores condições de vida em outro lugar, com maior disponibilidade de alimento ou um clima mais ameno, por exemplo. Além disso, poder dar uma voltinha por aí também pode aumentar as chances de encontrar um parceiro! ;-)

Ainda assim, muitos animais são sésseis, não podem se locomover. As ostras são assim. E você pode imaginar que esse modo de vida não é nada fácil. E para piorar, as ostras escolheram um ambiente bastante estressante para viver: os estuários.

Um estuário é um ambiente de transição entre um rio e o mar e está sempre mudando, pois está sobre a influência das marés. Quando a maré sobe, há uma maior quantidade de água salgada e menor de água doce, proveniente do rio e quando baixa, esse quadro se inverte. Assim, a quantidade de sal na água varia com a maré, mas nunca chega a ser totalmente doce ou salgada, é algo intermediário: salobra.

Também em função da maré, as margens ora estão expostas ao ar, ora, alagadas. Com isso, as ostras são periodicamente expostas ao ar (e muitas vezes a um sol escaldante!) por várias horas. E isso não é tudo. A água de um estuário é cheia de patógenos, vírus, bactérias, fungos e protozoários que podem causar doenças nas ostras. E atualmente muitos estuários recebem uma “carga extra” de patógenos e de substâncias tóxicas resultantes da poluição causada pelo homem. No final das contas, é impressionante como as ostras, sem nunca sairem do lugar, conseguem lidar com tantas perturbações e sobreviverem nesse ambiente.

A adaptação à vida séssil (e estressante!) mais óbvia das ostras é a espessa e resistente concha. Poucos predadores conseguem quebrá-la (um deles é a estrela do mar) e quando a maré baixa e a ostra é exposta ao ar, ou quando a água não está lá essas coisas, a ostra apenas fecha hermeticamente a sua concha e consegue ficar assim por até vários dias. Mas por mais espessa que a concha seja, ela não resolve todos os problemas e ficar trancafiada por dias com apenas uma pequena quantidade de água sob sol forte também não parece sustentável a longo prazo.

A ostra do Pacífico (Crassostrea gigas) foi o primeiro molusco a ter o genoma sequenciado (Zhang et al., 2012). E o que os pesquisadores encontraram no seu genoma reflete a sua incrível adaptação a este ambiente e explica muito da sua grande resistência ao estresse ambiental. Eles viram que entre os mais de 28 mil genes desta ostra existem muito mais genes de defesa do que em outros animais, entre os quais, genes de proteínas do sistema imune, de antioxidantes, de enzimas que metabolizam compostos tóxicos e de proteínas que inibem a morte celular.

Por exemplo, a C. gigas possui 88 proteínas do tipo HSP70, uma quantidade nunca vista em nenhum outro animal. As HSP70 são importantes para manter a estrutura das outras proteínas celulares intactas, principalmente em situações de estresse como o calor excessivo, garantindo que elas continuem a funcionar corretamente. Para você ter uma ideia, nós humanos temos apenas 17 proteínas HSP70 em nosso genoma. Deu para ver como as ostras estão muito mais bem equipadas, não é?

O genoma de C. gigas também possui um grande número de genes envolvidos na sinalização celular. É através de sofisticados mecanismos de sinalização, que grande parte dos processos que ocorrem em uma célula são regulados e podem responder a estímulos vindos do ambiente. O grande número de genes envolvidos nesses mecanismos sugere que a sinalização celular em C. gigas é bastante complexa e deve exercer um papel importante “orquestrando” os seus mecanismos de defesa que também não perdem em complexidade: mais de 5 mil genes da ostra respondem ao estresse, aumentando ou diminuindo a sua atividade.

No final das contas, um organismo aparentemente simples ~~e, digamos a verdade, que mais parece uma pedra,~~ esconde uma grande complexidade biológica. Da próxima vez que você apreciar uma ostra com limão, lembre-se que você estará comendo um verdadeiro arsenal genético contra o estresse ambiental!

Agora, imaginem o que não encontraremos no genoma do mexilhão dourado, uma espécie invasora, extremamente resistente, de crescimento e reprodução rápidos e de difícil controle? Se você também se preocupa com os danos ecológicos que o mexilhão dourado pode causar no nosso país e acredita que conhecer seu genoma é um passo estratégico e importante para o seu combate, pode nos ajudar a financiar o projeto de sequenciamento do seu genoma. Você pode dar qualquer "forcinha" a partir de R$10 e, como agradecimento, um gene do mexilhão dourado será nomeado em sua homenagem! :-) Assista o vídeo abaixo (de apenas 4 minutos!) e acesse o site (http://catarse.me/pt/genoma) para conhecer melhor o projeto.

Referência:

Guofan Zhang, Xiaodong Fang, Ximing Guo, Li Li, Ruibang Luo, Fei Xu, Pengcheng Yang, Linlin Zhang, Xiaotong Wang, Haigang Qi, Zhiqiang Xiong, Huayong Que, Yinlong Xie, Peter W. H. Holland, Jordi Paps, Yabing Zhu, Fucun Wu, Yuanxin Chen, Jiafeng Wang, Chunfang Peng, Jie Meng, Lan Yang, Jun Liu, Bo Wen, Na Zhang et al. The oyster genome reveals stress adaptation and complexity of shell formation. Nature 490, 49–54 (04 October 2012)

Entre na luta contra o mexilhão dourado, uma ameaça a biodiversidade brasileira!

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 13 Apr 2013 21:37:00 +0000

Já ouviu falar do mexilhão dourado? É um pequeno molusco invasor que está se espalhando pelo Brasil. Ele se reproduz e cresce muito rapidamente e se encrusta em tudo, chegando a obstruir grandes tubulações! Mas além disso, ele interfere nas relações de alimentação das outras espécies e pode eliminar espécies nativas. O mexilhão dourado já está no Pantanal e ameaça invadir a bacia Amazônica, colocando em risco a nossa biodiversidade!

O vídeo abaixo explica bem, de forma divertida e em apenas quatro minutos este sério problema! E o mais legal é que você pode nos ajudar a combater esta praga! Com a sua ajuda, iremos sequenciar o genoma do mexilhão dourado e poderemos entender melhor a sua biologia e o que faz dele um invasor tão bem sucedido! É conhecendo bem este "inimigo" que poderemos identificar suas fraquezas e desenvolver estratégias para eliminá-lo! Esta é a primeira iniciativa de financiamento colaborativo de um projeto científico no Brasil, um modelo de financiamento que já tem ajudado a tornar projetos científicos em realidade em vários outros países.

Faça parte desta luta contra o mexilhão dourado você também! Colabore (com qualquer quantia acima de R$10) e compartilhe o projeto com seus amigos! A biodiversidade brasileira agradece! :-)

E se você quiser conhecer um pouco mais do nosso laboratório, pode dar uma olhada nesta apresentação:

SHORT TIPS: Eletroforese em gel de agarose

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Mon, 01 Apr 2013 17:41:00 +0000

Quem trabalha com biologia molecular faz pelo menos alguns géis de agarose por semana. Ainda que seja uma técnica simples e de rotina, existem alguns "pulos do gato" para você conseguir resolver os fragmentos de DNA corretamente e ainda obter aquela "foto de livro didático"! Eu já dei algumas dicas por aqui antes, mas vamos ver mais algumas.

Concentração de agarose. A primeira coisa importante é usar a concentração de agarose adequada para separar os fragmentos de DNA analisados. Neste link, você pode descobrir a concentração recomendada para cada faixa de tamanho de DNA. Em alguns casos, quando os fragmentos forem muito pequenos, pode ajudar usar uma agarose de alta resolução.

Quantidade de DNA aplicado. Ninguém quer se dar ao trabalho de correr um gel e depois se deparar com uma banda muito fraca. Mas aplicar DNA demais pode resultar na famosa banda "smeared" (borrada). Em geral, de 100 a 200 ng para um poço de 1 mm é suficiente. O volume de amostra também é importante, deve preencher pelo menos 1/3 do poço e deve ser igual ao volume de padrão aplicado. Isso irá evitar a formação de bandas curvadas e differenças entre a migração do padrão e das suas amostras.

Se a sua amostra contém alguma enzima que se liga ao DNA, como ligases e enzimas de restrição, estas proteínas podem alterar o padrão de migração do DNA e gerar aquelas bandas tortas que a gente tanto detesta. A solução é adicionar SDS (concentração final 0.01%) para romper as interações destas proteínas com o DNA. Após adicionar o SDS, aqueça as amostras a 65ºC por 10 minutos, coloque-as em em gelo e depois aplique no gel.

Por fim, se você costuma usar brometo de etídeo, na minha opnião a forma de usá-lo que fornece os melhores resultados é adicioná-lo no gel ou com a amostra. Existem corantes menos tóxicos (e mais sensíveis), mas alguns podem alterar o padrão de migração do DNA, então é sempre bom testar antes de decidir mudar para um novo corante.

SHORT TIPS: Digestão virtual de DNA

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Wed, 27 Mar 2013 20:35:00 +0000

Muitos métodos de clonagem que dispensam o uso de enzimas de restrição já surgiram, mas estas enzimas ainda estão longe de sair de moda. Mesmo porque elas não servem apenas para isso.

Existem várias ferramentas online para verificar quais sítios de restrição estão presentes em uma dada sequência de DNA.

O Webcutter tem uma interface bem simples e poucos recursos, mas faz bem o básico e tem o diferencial de ter a opção de buscar na sequência analisada por regiões que possam originar um determinado sítio de restrição através de mutagenese. (Apesar de ser o mais simples, é o único com um logo legal!)

Já o RestrictionMapper além de criar o mapa de restrição da sua sequência, ou seja, apontar todos os sítios de restrição que ocorrem nela, também permite fazer uma digestão virtual do DNA. Você coloca a sua sequencia de DNA, escolhe que enzimas quer "usar" e o programa te mostra quais os fragmentos serão gerados a partir desta digestão simulada.

Mas o meu preferido é o NEBcutter. Ele gera uma representação gráfica do mapa de restrição da sua sequência e ainda permite que você dê zoom em uma região particular e, por fim, você pode baixar um relatório com todos as enzimas que cortam sua sequencia, ou somente aqueles que cortam 1, 2 ou 3 vezes ou mesmo nenhuma, afinal esta informação muitas vezes também é bem importante! Mas o mais legal de tudo é que, assim como RestrictionMapper, o NEBcutter também faz digestão virtual ("custom digestion"), mas ele ainda gera uma imagem de como deverá ser o gel de agarose do resultado esperado da sua digestão! Você pode escolher a concentração de agarose e o padrão de tamanho de fragmento a ser utilizado. Bem legal, não? Mas mais do que isso, uma mão na roda!

Troubleshooting: Seu RNA é uma goma...e agora?

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Tue, 14 Aug 2012 23:02:00 +0000

Leitor do RNAse Free (por e-mail):

Quando vou fazer a extração de RNA de músculo de anfíbios há a formação de uma "goma" que não se desfaz e isso acaba prejudicando o resultado final. Já tentei a extração por kit e tradicional, mas nada funciona. Você já teve uma experiência como essa?

Sim, eu já tive uma experiência como esta! Ao extrair RNA de músculo de ostra por extração orgânica/ácida (com o famoso reagente "rosinha" ~~que não cito o nome para não fazer propaganda de graça! rs~~), eu tive exatamente este problema. O pellet obtido era um material gelatinoso e insolúvel, que não dissolvia em água por nada.

A resposta para este problema eu encontrei no manual do reagente de extração de RNA. A presença de material insolúvel pode acontecer com tecidos com alto teor de proteínas, gorduras, polissacarídeos ou material extracelular. O músculo é um exemplo destes tecidos "problemáticos", pois tem alto teor de polissacarídeos e proteínas, como o colágeno, que acabam formando o material insolúvel obtido no final da extração.

A solução indicada no manual é bem simples e funcionou com as minhas amostras de músculo de ostra. Após homogeneizar o tecido no reagente de extração, deve-se centrifugar o homogenato obtido (12000xg, 4ºC, durante 10 minutos). Após esta centrifugação, o material insolúvel em questão estará precipitado. Deve-se, então, transferir o sobrenadante para um novo tubo e descartar este precipitado. A partir daí, basta dar continuidade ao protocolo recomendado.

Na época, isso foi o suficiente para resolver o problema. Mas além desta centrifugação extra, uma purificação com cloreto de lítio pode ajudar também! Eu sou "fã" do cloreto de lítio, como já falei aqui, por que ele precipita RNA, mas não precipita DNA, proteínas e polissacarídeos. E, portanto, remove estes contaminantes da amostra de RNA. Quem quiser saber mais sobre o cloreto de lítio, pode dar uma olhada neste link: "The Use of LiCl Precipitation for RNA Purification".

--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Envie suas perguntas na forma de comentários ou por e-mail (blog.rnase.free @ gmail. com) e suas dúvidas poderão dar origem a um post na sessão "Troubleshooting" do RNAse Free.

10th International Congress on Cell Biology

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Wed, 25 Jul 2012 23:52:00 +0000

Hoje, estive no 10th International Congress on Cell Biology, este ano realizado aqui no Rio de Janeiro. Como parte do mini-curso "Cellular and Molecular Tools in Invertebrate Models", falei um pouco sobre PCR quantitativo com algumas considerações para quem trabalha com invertebrados. Quem quiser dar uma olhada, os slides do mini-curso estão disponíveis aqui, logo abaixo.

O marisco de 400 anos – como um pequeno molusco engana o tempo e vive através dos séculos.

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Mon, 16 Jul 2012 00:56:00 +0000

“Posso ouvir o vento passar,
assistir à onda bater,
mas o estrago que faz
a vida é curta pra ver...”

(O vento, Marcelo Camelo)

Para alguns animais, a vida é ainda mais curta do que para outros. Quase tão curta quanto o breve intervalo de tempo entre marés. As efémeras são pequenos insetos que, como o nome sugere, vivem por pouco tempo, cerca de um dia. A efémera adulta vive algumas horas, não se alimenta e investe sua energia na reprodução, para deixar filhotes que também viverão somente o dia seguinte. Mas alguns animais tem uma estratégia de vida diferente e investem a maior parte da sua energia no crescimento e manutenção corporal. Pensando neste extremo oposto, tente adivinhar que animal vive por mais tempo e você provavelmente pensará nos elefantes, que vivem em média 70 anos, ou talvez nas tartarugas, que podem atingir 150 anos. Mas se engana quem pensa que eles batem o recorde. O recordista é um pequeno marisco, parente das ostras e mexilhões, chamado Arctica islandica. Ele vive enterrado no fundo do frio oceano Atlântico norte e pode viver mais de 400 incríveis anos.

Continue a ler no blog do Bioma

SHORT TIPS - Quando as bandas do gel sorriem...

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Mon, 26 Mar 2012 02:22:00 +0000

...não é um bom sinal!

Depois de correr uma reação de PCR em um gel agarose, você já se deparou com uma banda tão torta que chega a parecer um sorriso?

Apesar do DNA ser o código da vida, não, ele não está criando vida própria. Alguns pequenos erros explicam isso:

O gel não ficou complemente submerso no tampão de corrida.
O volume de amostra aplicado no gel foi muito pequeno (deve ocupar pelo menos 1/3 do volume do poço).
Condições de corrida impróprias. A pressa pode nos tentar a aumentar a voltagem. Mas existe um limite de voltagem que depende do tamanho do gel e da cuba. Não use mais que 5-8 V* por cm (de distância entre os eletrodos), ou suas bandas irão literalmente rir da sua cara. *Procure descobrir a voltagem recomendada pelo fabricante do padrão de tamanho que você usa.
Bolhas ou partículas no gel ou nos poços também podem atrapalhar.

Se você tem tido outros problemas com eletroforese de DNA, como bandas pouco intensas, rastros, padrões de tamanho atípicos ou DNA que não sai do poço, dê uma olhada neste "troubleshooting". Ele explica muita coisa!

Será o fim de Sanger?

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Mon, 19 Mar 2012 01:38:00 +0000

A genética avançou grandes passos no século XX. Foi somente na década de 1920 que foi demonstrado que o DNA é a molécula portadora da informação genética e, menos de 100 anos depois, é impressionante o quanto descobrimos sobre como esta informação é codificada, traduzida, transmitida e regulada.

Como já falei por aqui, um marco importante na história da genética foi a invenção do sequenciamento de DNA em 1977 – um método que levou o nome do seu inventor, Sanger. Mas o reinado absoluto de Sanger começou a ruir na década de 2000, quando surgiu a próxima geração de sequenciadores (Next Generation Sequencing, NGS), baseados em novos e diferentes princípios químicos, como pirosequenciamento, Solid, Illumina e, mais recentemente, Ion Torrent. A grande diferença está na velocidade e capacidade de sequenciamento, muito superiores a tecnologia anterior. O genoma humano que levou 13 anos para ser concluído com o método de Sanger, agora pode ser sequenciado em apenas um dia. Um salto e tanto, não? E quando o céu parecia ser o limite, uma 3ª geração de sequenciadores já começa a surgir no horizonte, com a promissora tecnologia dos nanoporos.

Parece óbvio que chegou a hora de o método de Sanger sair de linha e pendurar suas chuteiras. Os novos sequenciadores irão eventualmente liderar projetos grandes de sequenciamento de genomas e transcriptomas inteiros. É uma questão de dinheiro. O custo por base sequenciada é bem menor nos novos sequenciadores, mas em compensação eles são menos flexíveis quanto à quantidade de bases sequenciadas, ou você sequencia muitos pares de base de uma vez, ou você não sequencia nada. E por isso, acredito que o Sanger irá cada vez mais assumir um papel secundário, sendo utilizado para preencher gaps em genomas ou em projetos pequenos, como para confirmar construções ou a identidade de produtos de PCR.

Mas, por enquanto, o sequenciamento de Sanger ainda é considerado o “padrão ouro” em acurácia. E para realmente se consolidarem no mercado, o custo para a implementação e manutenção das plataformas de NGS precisa se tornar mais acessível e estas novas tecnologias ainda precisam de otimização e, principalmente, mais validação. O tamanho das sequências produzidas precisa aumentar, o que já vem acontecendo de maneira consistente, e também é preciso desenvolver algoritmos mais precisos para inferir a qualidade das leituras (o que varia conforme a técnica), e para montagem e manipulação da grande quantidade de dados produzida.

Chegamos ao ponto de produzir muito, mas muito mais dados do que somos capazes de processar e, principalmente, explorar. E, mais do que produzir sequenciadores mais velozes, agora é mais importante melhorarmos e validarmos os já existentes e, principalmente, pensarmos em como vamos manipular, interpretar e aplicar todos estes dados para transformá-los em informações úteis.

SHORT TIPS - Quando enzimas de restrição cortam onde não devem

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 10 Mar 2012 16:20:00 +0000

Laboratório de biologia molecular que se preze tem pelo menos meia dúzia de enzimas de restrição no freezer. Elas cortam o DNA, não em pontos aleatórios, mas em sequências específicas, os sítios de restrição. Um grande número destas enzimas já foi identificado e está disponível comercialmente. Cada uma delas reconhece e corta um sítio de restrição diferente. E é justamente por isso que elas são tão úteis. Não importa qual seja a sua aplicação - cortar um plasmídio e/ou gene para clonagem ou a análise do padrão de fragmentos de um genoma – a especificidade destas enzimas é sempre essencial para o sucesso do experimento.

Mas, como nem tudo é perfeito, em algumas condições estas enzimas podem cortar o DNA onde não devem, ou seja, em sequências diferentes do seu sítio de restrição. O nome deste fenômeno é “atividade estrela” (star activity) e acontece quando a reação de digestão do DNA não segue as condições consideradas ótimas para o funcionamento da enzima. Em geral, você estará seguro se seguir o protocolo do fabricante, mas veja abaixo alguns cuidados para evitar este problema, principalmente, ao modificar o volume de reação.

Quantidade de enzima por reação.

Não deve ultrapassar 10% do volume final da reação. A enzima vem em uma solução que contem 50% de glicerol. E mais de 5% de glicerol na reação irá causar atividade estrela. Também é importante respeitar a quantidade de enzima (unidades) por quantidade (ug) de DNA recomendada pelo fabricante.

Tampão.

Use sempre o tampão recomendado, na diluição indicada. Em geral, cada enzima tem um tampão ótimo. E, a não ser que tenham composições iguais, o tampão de uma, não pode ser usado com outras enzimas.

Tempo de digestão.

Eu sei o quanto as incubações “overnight” (de um dia para o outro) são legais e práticas. Mas, por mais que o fabricante diga que a digestão pode levar de 2 a 18 horas, use sempre o tempo mínimo, ou algo mais próximo dele. Digestão longa demais pode resultar na perda de especificidade da enzima.

Contaminação da amostra.

Como já falei antes por aqui e aqui, RNA contaminado é sempre um problema para reações enzimáticas. E com DNA não é diferente. Tenha certeza que sua amostra está pura, sem vestígios de sais, álcool ou outros solventes orgânicos.

Referência:

http://www.neb.com/nebecomm/tech_reference/restriction_enzymes/star_activity.asp#.T1t0szEgeQw

Cola de Mexilhão

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Fri, 24 Feb 2012 22:54:00 +0000

Quando você pensa sobre mexilhões, qual a primeira imagem que vem na sua mente? Provavelmente, algum prato a base de frutos do mar, que inclua os suculentos mariscos. Com certeza, quase ninguém imagina que a utilidade dos mexilhões pode ir muito além da cozinha e chegar até centros cirúrgicos, consultórios odontológicos e na indústria naval. Isso por que estes animais tem algo que pode ser muito útil para todas estas áreas.

...continue a ler no Blog do Bioma!

RNAse Free "nas nuvens"

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Thu, 24 Nov 2011 01:58:00 +0000

Se você é dependente da internet como eu, todos os dias também deve se deparar com a avalanche de informações que vem assim que damos o primeiro click: notícias do dia (e dos últimos segundos), e-mails, redes sociais, mais e-mails, blogs, revistas, livros, artigos,...É difícil selecionar o que é importante, sem gastar algum tempo com o que não é. A "nuvem de palavras" (“word/tag cloud", em inglês) é uma forma bem interessante de lidar com isso e obter uma boa perspectiva geral do conteúdo de um texto ou site. Funciona assim: a nuvem é formada pelas palavras mais frequentes do texto/site analisado, sendo a relevância de cada palavra indicada pelas cores e tamanho da fonte. Uma idéia simples, mas muito útil. Do tipo que nos faz pensar: “Por que eu não pensei nisso antes?”. Vejam abaixo, a nuvem de palavras do RNAse Free que eu fiz no Wordle (clique na imagem para ampliá-la).

RNA, DNA, sequenciamento, degradação, primer? Quem conhece blog deve concordar que diz muito sobre ele. É claro que a nuvem de palavras não substitui a leitura completa do texto, mas ajuda a encontrar a informação que você procura mais rapidamente...além de ser visualmente mais atrativo do que dezenas e dezenas de páginas indevassadas. Todos os sites (e blogs) deveriam ter uma. Eu vou já providenciar uma nuvem de tags com hiperlinks para o RNAse Free...mas todos ainda terão que continuar lendo os posts (que acharem relevantes) até o fim! :)

Troubleshooting: o que fazer quando o RNA está com a razão 260nm/230nm baixa?

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 19 Nov 2011 21:43:00 +0000

Leitor RNAse Free (por e-mail): "Meu RNA está com muito contaminante, pois a razão 260/230 está bem baixa. Tenho que obrigatoriamente fazer extração por Tiocianato de Guanidina/Fenol/Clorofórmio, então gostaria de saber se você tem alguma dica de como melhorar a pureza do meu RNA e que não interfira nos microRNAs. Vi que você escreveu sobre um protocolo com cloreto de lítio, você chegou a testar? Funciona?”

Identificando o problema
A contaminação indicada pela razão 260/230 baixa pode ser causada por diferentes compostos. No caso do método do Tiocianato de Guanidina/Fenol/Clorofórmio, podem ser traços destes compostos ou ainda de sal, álcool ou, dependendo do tecido de origem, polissacarídeos. Eu recomendo você ler suas amostras também a 270 nm e calcular a razão 260/270 que indica contaminação por fenol. Esta razão deve estar em torno de 1.2. Se estiver muito abaixo deste valor, então sua amostra está realmente contaminada com traços do reagente de extração (Tiocianato de Guanidina/Fenol/Clorofórmio). Mas se não, é mais provável que sejam traços de sal, etanol ou polissacarídeos.

O que fazer?
Para evitar que sua amostra seja contaminada com o reagente de extração de RNA (Tiocianato de Guanidina/Fenol/Clorofórmio), é preciso tomar muito cuidado na etapa de remoção do sobrenandante (a fase aquosa que contém o RNA e que se forma após a primeira etapa de centrifugação). É um pouco de prática. É preciso remover o sobrenandante sem se aproximar muito da interface. No entanto, é impossível remover todo o sobrenadante sem trazer um pouco de DNA genômico (a nuvem branca entre as fases orgânica e aquosa) e da fase orgânica (rosa, que fica na parte inferior do tubo). Então, nesta hora, é melhor perder um pouco de sobrenadante, mas ter certeza que todo o sobrenandante recolhido não está contaminado.

Se você quiser tentar salvar suas amostras já contaminadas sugiro que você faça uma nova purificação com Fenol/Clorofórmio seguida de precipitação com etanol/acetato de sódio e lavagem com etanol 70%. Esta nova purificação com solvente orgânico irá remover os traços de fenol/clorofórmio. Mas, novamente, é preciso muito cuidado na remoção do sobrenadante.
Mas se suas amostras estiverem contaminadas com sal ou álcool basta fazer uma nova precipitação (adicionando 2.5 volumes de etanol absoluto e 1/10 volumes de acetato de sódio 3M) e em seguida lavando o pellet com etanol 70%. A maioria das pessoas tem pavor de vortexar os tubos nesta etapa de lavagem. Mas a não ser que seu pellet não seja visível, você deve vortexar gentilmente para lavar bem o pellet e remover o excesso de sais. Eu costumo fazer esta etapa pelo menos duas vezes.

Purificação com cloreto de lítio
Eu sempre faço a purificação com cloreto de lítio em todas as minhas amostras de RNA extraídas com Tiocianato de Guanidina/Fenol/Clorofórmio. Funciona mesmo. O RNA fica bem mais limpo e é essencial para amostras que possam estar contaminadas com polissacarídeos, como aquelas extraídas a partir de tecido muscular, por exemplo. No entanto, o cloreto de lítio não precipita de forma eficiente microRNAs. Então, não recomendo que você inclua esta etapa nas suas extrações, já que você tem interesse nesse tipo de RNA.

-----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Envie suas perguntas na forma de comentários ou por e-mail (blog.rnase.free @ gmail. com) e suas dúvidas poderão dar origem a um post na sessão "Troubleshooting" do RNAse Free.

Controle de qualidade de RNA - Opções “low cost”

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Thu, 18 Aug 2011 21:47:00 +0000

Todo cuidado é pouco quando trabalhamos com RNA. Para se manipular este “ácido nucléico de uma fita só”, absolutamente tudo deve ser livre de RNAses, enzimas que estão por toda parte e que podem rapidamente degradar o nosso RNA de cada dia. Além disso, temperaturas elevadas e exposição à UV também podem degradar o RNA. Mas isso já foi discutido por aqui, logo no começo do blog (não é a toa que o nome deste blog é RNAse Free).

Se você quer isolar e identificar mRNAs completos ou quantificar níveis de mRNA por PCR quantitativa ou microarranjo de DNA, é essencial se certificar que a sua amostra de RNA esteja pura e íntegra. Um RNA contaminado pode afetar a eficiência de retrotranscrição. Um RNA ainda que apenas parcialmente degradado pode diminuir a precisão dos resultados ou mesmo arruinar o experimento.

É fácil reconhecer um RNA totalmente degradado através de eletroforese em gel de agarose (veja a amostra 1 na figura abaixo). Mas uma degradação parcial é mais difícil de identificar. Os RNAs 2 e 3 estão ambos íntegros? Com certeza? O RNA 3 parece íntegro para mim, mas o 2 me deixa na dúvida (Observação: o esperado para estas amostras é uma única banda de RNA ribossomal, pois trata-se de RNA total extraído de espécies de moluscos bivalves. Amostras de RNA obtidas de vertebrados, no entanto, devem exibir duas bandas de RNA ribossomal).

Como já falei por aqui, o Bioanalyzer é um equipamento que permite uma avaliação mais precisa da integridade do RNA através de eletroforese capilar. Mas ainda é bem caro e pouco comum nos laboratórios.

Então, como identificar uma degradação parcial de forma, digamos...mais econômica? Eis o “método” que chamo de “Bioanalyzer low cost”. Você deve fracionar sua amostra de RNA por eletroforese em gel de agarose em condições desnaturantes. Eu sigo o protocolo descrito por Masek et al (2005), pois é bem prático e efetivo. No entanto, no lugar do brometo de etídio, se possível, seria melhor usar algum corante mais sensível, como o SYBR Green II que detecta até 500 pg de RNA. A dica está em fazer uma análise densitométrica da imagem do gel usando um software de acesso livre como o Image J. Transformando o perfil eletroforético do RNA em um gráfico de densitometria é mais fácil identificar indícios de degradação parcial do RNA (ao menos para os meus olhos, que não são de águia).

É importante não aplicar RNA em excesso no gel e usar a mesma quantidade para todas as amostras. Usando brometo de etídio, eu não aplico mais de 800 ng (é possível usar ainda menos). Se você usar outro corante, mais sensível, use menos RNA ainda. RNA demais no gel pode resultar em um “rastro” que não necessariamente significa degradação.

E agora, olhando os gráficos ficou mais fácil decidir se amostra 2 tem sinais de degradação? O RNA íntegro (3), com uma única banda, resulta em um gráfico em formato de sino estreito, quanto maior a “barriga” do sino, maior o indício de degradação. Na amostra 1, esta “barriga” é bem grande, indicando seu alto grau de degradação. Na amostra 2, além do pico principal, observamos dois picos menores, indicando uma possível degradação parcial.

Independente de analisar o perfil densitométrico da imagem ou não, é importante que a eletroforese tenha sido feita em condições desnaturantes, para evitar a formação de estruturas secundárias que no gel apareceriam como múltiplas bandas que poderiam ser confundidas com degradação.

É claro que este "método" não é preciso e sensível como o bioanalyzer. É apenas uma dica para tornar a visualização de degradação mais clara e fácil!

Outro método acessível (baseado em PCR) para avaliar a integridade de amostras de RNA de forma mais acurada é a chamada razão 5’/3’. Mas este fica para o próximo post. Até lá!

Troubleshooting - Sequenciamento de DNA

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sun, 06 Mar 2011 01:07:00 +0000

Uma leitora, após várias tentativas de sequenciar alguns clones, me pediu algumas dicas sobre sequenciamento de DNA. Na minha experiência, as principais causas de problemas durante o sequenciamento estão relacionadas ao preparo das amostras. Vamos à discussão sobre algumas delas! O texto não é longo, mas se estiver com pressa, não deixe de olhar o checklist no final do post.

Purificação do DNA.

É muito importante utilizar um bom método de purificação de DNA, de preferência, um kit comercial adequado para esta aplicação. Purificar DNA com métodos “caseiros” pode funcionar, mas dificilmente vai remover todos os contaminantes que podem inibir a reação de sequenciamento. Uma maneira de verificar a presença de contaminantes em sua amostra purificada é determinar o seu espectro de absorbância. Como já falei por aqui, a razão entre as absorbâncias a 260/280 é um bom indicador de contaminação por proteínas, enquanto que a razão 260/230 é um bom indicador de contaminação por outros compostos orgânicos e por sais.

Para evitar contaminantes inibidores, deve-se usar água ultrapura para ressuspender ou eluir o DNA. Caso esteja usando um kit, verifique se o tampão de eluição não contém EDTA ou sais. O EDTA é um quelante de íons bivalentes e inibe a reação de sequenciamento ao sequestrar os íons de magnésio essenciais para a atividade da DNA polimerase.

Quantificação de DNA

Adicionar muito DNA pode inibir a reação, alterar a migração das amostras nos capilares ou mesmo bloqueá-los! Por mais que pareça pouco, adicione a quantidade de DNA recomendada pelos técnicos ou pelo kit de sequenciamento, que pode variar de acordo com o tipo de amostra (produto de PCR, DNA plasmidial, etc). No entanto, colocar menos DNA que o recomendado também não é bom e resultará em sinais de fluorescência muito baixos.

Para não errar por excesso e nem por escassez, é importante quantificar de forma precisa as amostras que serão sequenciadas. Se você tem poucas amostras, é fortemente recomendado a quantificação por eletroforese em gel de agarose. Aplique uma alíquota da sua amostra e em paralelo um fragmento de concentração conhecida e de tamanho próximo ao da sua amostra. Após a corrida, compare a intensidade das bandas por meio de um software de análise imagens como o ImageJ e estime a concentração da sua amostra com base na comparação entre as intensidades dos dois fragmentos. A maioria dos padrões de DNA indica em seus datasheets as quantidades relativas de pelo menos alguns dos seus fragmentos. Além de permitir a quantificação mais precisa do fragmento a ser sequenciado, através da eletroforese também é possível verificar se sua amostra não está degradada e detectar fragmentos contaminantes, como bandas de PCR não específicas, dímeros de primers, DNA genômico ou RNA, que condenariam o sequenciamento ao gerarem cromatogramas com picos sobrepostos.

Quantidade e integridade do primer

O primer é tão importante quanto a amostra. Adicione sempre a quantidade recomendada. Pouco primer também resultará em sinais de fluorescência baixos. A quantificação e a qualidade de purificação do primer dependem do fabricante, mas certifique-se que suas diluições estão corretas. Um dos possíveis problemas é o primer estar degradado. Para evitar a degradação guarde-os conforme o recomendado (-20ºC) e prepare alíquotas diluídas para reduzir os ciclos de descongelamento e congelamento da solução estoque. Nunca descongele seus primers aquecendo-os ou a temperatura ambiente, mas sempre em gelo. Em caso de suspeita de degradação, teste-os em um PCR com uma amostra controle, bem purificada.

Especificidade do Primer

Se você está sequenciando um gene clonado em um vetor plasmidial, provavelmente, irá usar um primer já padronizado para este vetor. Se você desenhou primers específicos para o seu alvo, certifique-se que eles sejam específicos - que não se liguem em outras regiões do seu DNA template - e que não formem estruturas secundárias, como já discutido aqui.

Formação de estruturas secundárias no DNA alvo.

Isso pode ocorrer principalmente quando o DNA alvo é rico em GC. A formação dessas estruturas impede a incorporação de nucleotídeos e bloqueia o prosseguimento da reação de sequenciamento.

Recomendo a leitura deste site para aqueles que quiserem se aprofundar mais. Nele, são apontadas as causas para falhas específicas no sequenciamento.

Se tiver perguntes ou quiser sugerir a inclusão de mais algum ponto esta lista, deixe um comentário.

Troubleshooting

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Fri, 25 Feb 2011 15:17:00 +0000

Depois de muito tempo longe do blog, resolvi tirar a poeira inaugurando uma nova categoria de posts no RNAsefree: Troubleshooting.

Como recebo muitas perguntas por e-mail, frequentemente repetidas, achei que seria mais proveitoso publicar as perguntas e respostas no blog, pois a dúvida de um pode ser a mesma de muitos.

O nome "troubleshooting" faz referência ao tópico de solução de problemas que vem em todos os manuais de kits e reagentes de biologia molecular (e que todos deveriam ler, na maior parte das vezes são realmente úteis).

Deixem suas perguntas na forma de comentários ou escrevam para o e-mail: blog.rnase.free @ gmail. com

E suas dúvidas poderão dar origem a um post no blog!

Em breve, publicarei o primeiro post troubleshooting sobre preparo de amostras para sequenciamento de DNA pelo método de Sanger.

OBS.: Os nomes dos autores das perguntas assim como informações sobre seus projetos não serão publicados.

XI ECOTOX: Nanopartículas, proteínas e ecotoxicologia.

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Fri, 24 Sep 2010 19:37:00 +0000

Quem me conhece ou lê o blog sabe que apesar da minha área ser a ecotoxicogenômica, eu vou bem mais para a “genômica” do que para a “ecotoxicologia”, pois meu trabalho atual e minha formação na graduação tem este viéis. Apesar disso, ou justamente por isso, eu tento ficar antenada também na ecotoxicologia e, por isso, optei por apresentar meu trabalho no XI ECOTOX que, este ano, foi em Bombinhas, SC. O lugar é um paraíso na terra, apesar do clima estar frio, chuvoso e de parecer que a cidade inteira (incluindo comércio) ter saído de férias. Brincadeiras a parte, a cidade tem praias lindas, uma boa infra-estrutura hoteleira e certamente merece uma visita (no verão!).

Como minha intenção não é resumir aqui cada palestra que eu assisti, destaco as minhas impressões sobre os assuntos que mais chamaram minha atenção: a palestra e a mesa redonda sobre nanoresíduos e a palestra sobre proteômica aplicada a ecotoxicologia (é claro!).

A toxicologia de nanoresíduos é uma necessidade diante do crescente uso destes materiais (sim, já são muitos os produtos com nanotecnologia no mercado). A nanotecnologia vem se desenvolvendo bem mais rapidamente que os estudos acerca dos seus riscos para a saúde humana e para o meio ambiente. Como a demanda de informação é grande, imaginava que a toxicologia de nanopartículas fosse a “bola da vez” na área. No entanto, parece que globalmente estes não estão entre os projetos mais financiados. Talvez, porque milhões (ou bilhões?) tenham sido (e ainda são) investidos no desenvolvimento de nanotecnologias e tais estudos seriam um balde de água fria na área. Em todo o mundo, não há um único país que já tenha alguma regulamentação sobre o uso de nanopartículas e sem a realização de estudos toxicológicos não teremos as informações necessárias para regulamentar o seu uso. Mais uma vez, parece que vamos esperar os danos serem feitos, para depois fazer alguma coisa. Ainda assim, pelas palestras que assisti, pude ver que ainda que sejam poucos, os trabalhos na área são de qualidade e mostram resultados muito relevantes.

A palestra sobre proteômica aplicada na ecotoxicologia foi muito bacana, mostrou bem as perspectivas da área aprofundando-se na parte mais técnica na medida certa para o evento. Além da clássica comparação do perfil protéico (géis 2D) entre animais expostos e controle, foram apresentadas outras possibilidades, como subproteomas (de compartimentos subcelulares, secretomas, peptidomas, etc), detecção de proteínas com aductos específicos induzidos por xenobióticos e, o que mais me chamou a atenção, o ABPP (activity based protein profiling). Esta técnica permite detectar a atividade enzimática de diferentes enzimas simultaneamente através da utilização de substratos marcados. A atividade enzimática indica que de fato houve uma alteração no metabolismo celular e esta informação tem, portanto, maior relevância biológica que a detecção da indução de mRNA e da proteína, que não necessariamente se refletiriam em um aumento de atividade enzimática. Imaginem poder avaliar a atividade de todos os CYPs ou GSTs de um organismo simultaneamente? Uma técnica promissora!

Embora, já existam trabalhos com biomarcadores moleculares, espero ver no futuro trabalhos que lancem mão das “ômicas” na ecotoxicologia também aqui no Brasil e, certamente, esta palestra foi um bom incentivo. Também senti falta de palestras sobre outros poluentes emergentes além das nanopartículas, como compostos farmacêuticos presentes em efluentes domésticos. Fica a dica para a próxima!

ISMEE - Últimas vagas!

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Fri, 24 Sep 2010 13:10:00 +0000

A Primeira Escola Internacional de Ecologia Marinha e Ecotoxicologia - que eu já divulguei por aqui - será no mês que vem! Mas se você perdeu o prazo de inscrição da primeira seleção, ainda dá tempo de se inscrever e conseguir uma das vagas extras que estão sendo oferecidas!

Para se inscrever, preencha o formulário no site do evento. Não se esqueça de anexar seu currículo e informar seu e-mail de contato.Lembrando que podem se inscrever alunos de pós-graduação de mestrado e doutorado.

Dúvidas devem ser encaminhadas para o e-mail do evento: ismee@bioletim.org

O cheiro do medo

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 07 Aug 2010 12:58:00 +0000

Todos sabem que ratos têm medo de gatos. Quem nunca assistiu a um dos episódios de Tom & Jerry? Ao dar de cara com o Tom, o Jerry sempre dava no pé, pois ele sabia que aquele era o seu predador. Ele era a caça e o Tom, o caçador. Mas você sabia que mesmo ratos nascidos em laboratório, que nunca chegaram perto de um gato na vida, reagem com medo ao sentir o cheiro de um gato? Esta é uma reação inata, a presa já nasce com ela, o que lhe dá uma grande vantagem para fugir do seu predador. Talvez por isso o Tom nunca tenha conseguido pegar o Jerry!

Até pouco tempo atrás, não se sabia exatamente como isso acontecia. Seria realmente o cheiro do predador que gerava a reação de medo? Como as presas detectam este cheiro e o interpretam como perigo? Como a presa é capaz de detectar e identificar o cheiro de diferentes predadores?

Cientistas do Instituto de Pesquisa Scripps (EUA) e da UNICAMP (SP, Brasil) realizaram experimentos com camundongos para tentar responder a estas perguntas.

Primeiro, eles viram que o olfato é realmente importante para causar a reação de medo. Um órgão chamado vomeronasal, presente no nariz destes roedores, possui neurônios sensoriais responsáveis pelo olfato. Os camundongos que tinham um defeito neste órgão não reagiam com medo ao odor de predadores. Já os camundongos com um órgão vomeronasal perfeito, reagiam com medo e com um comportamento defensivo. Além disso, as regiões do seu cérebro responsáveis pelo olfato eram fortemente ativadas. A partir destas observações, os cientistas puderam concluir que o órgão vomeronasal é importante para o reconhecimento olfativo de predadores.

Em seguida, eles descobriram que a reações de medo e defesa são acionadas por proteínas específicas chamadas Mup, presentes na urina, na saliva, nos pêlos e na pele de muitos predadores, mas também na urina dos próprios camundongos. Os pesquisadores viram que as proteínas Mup de outros animais ativam neurônios diferentes no órgão vomeronasal e levantaram a hipótese de que existam neurônios especializados em reconhecer proteínas Mup de diferentes origens.

Através da ativação de neurônios específicos, seriam geradas respostas comportamentais distintas para cada tipo de estímulo. Por exemplo, a proteína Mup presente na urina de camundongos induz agressividade em outros camundongos machos – uma forma de marcarem seu território. No entanto, as proteínas Mup de predadores naturais como gatos, ratos e cobras, induzem o comportamento defensivo e de medo nos camundongos.

Todas estas observações confirmam que o comportamento observado em camundongos diante de predadores é inato. O sistema nervoso destes animais é geneticamente programado para detectar predadores e para reagir com um comportamento defensivo, ainda que nunca tenham se deparado com um predador na vida.

No final das contas, mesmo antes do primeiro encontro, o Jerry sempre esteve um passo a frente do Tom!

Referência:

Papes, F.; Logan, D.W. & Stowers, L. 2010. The Vomeronasal Organ Mediates Interspecies Defensive Behaviors through Detection of Protein Pheromone Homologs. Cell: 141, 692–703, May 14, 2010. DOI 10.1016/j.cell.2010.03.037

Neste link, além do artigo e um resumo gráfico do trabalho, tem um vídeo onde os pesquisadores explicam o seu trabalho (em inglês).

Há tempos...

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 07 Aug 2010 12:54:00 +0000

Já faz um bom tempo que não escrevo aqui no blog. Idéias não faltam, falta apenas passá-las para o papel :-) Neste meio tempo, junto com a Lia, comecei a idealizar um blog de divulgação científica, mas por "motivos de força maior", este projeto está temporariamente parado. Como eu já tenho um texto pronto - escrito para este novo blog - vou publicá-lo aqui antes que a notícia fique velha!

Aproveito para pedir a opinião crítica daqueles que lerem o texto cujo público alvo são adolescentes e jovens adultos não biólogos.

1st PRIMO International School on Marine Ecology and Ecotoxicology - ISMEE

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 31 Jul 2010 21:36:00 +0000

De 17 a 31 de outubro de 2010 acontecerá em Arraial do Cabo, Rio de Janeiro, a Primeira Escola Internacional de Ecologia Marinha e Ecotoxicologia. O público alvo são alunos de pós-graduação, preferencialmente doutorandos em seu primeiro ano de curso.

Estão previstas atividades relacionadas a ecologia, biologia marinha, metodologia científica, história da ciência, desenho experimental, análise de dados entre outras.

A escola é uma iniciativa do Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho (UFRJ) e da Conferência PRIMO (Pollutant Responses in Marine Organisms).

Veja mais informações e como se inscrever no site do evento:

http://bioletim.biof.ufrj.br/ismee

Participem e divulguem!!!

O todo é mais que a soma das partes.

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Wed, 28 Apr 2010 17:17:00 +0000

Impressões sobre o Systems Biology Meeting – Ouro Preto – MG – 2010.

“A ciência sempre estudou as partes como meio de entender o todo. Mas nem sempre as partes se encaixam ou podem ser corretamente interpretadas quando isoladas. Quando olhamos para o todo, temos a perspectiva correta para colocar todas as peças no lugar e entender todas as conexões da complexa e dinâmica rede de moléculas que regem uma célula."

(RNAse Free, “Eu vejo um novo começo de Era”, 29/01/2010)

A biologia de sistemas se sustenta sobre esta premissa. Seu objetivo: entender como uma célula ou um organismo funciona como um todo. Um organismo é um sistema complexo formado por componentes de diferentes propriedades e pelas conexões entre eles.

Avanços tecnológicos recentes têm permitido que tenhamos uma visão mais global dos processos biológicos através de técnicas que produzem grandes quantidade e diversidade de dados.

O sistema e seus componentes.

Grande parte dos projetos ainda está concentrada na identificação dos componentes que constituem os sistemas biológicos: genoma, transcriptoma, proteoma, metaboloma, lipidoma, etc. Mesmo assim, ainda faltam muitas “peças” para sermos capazes de montar a “máquina” da vida.

Se não conhecemos todas as suas peças, não podemos entender como esta máquina funciona e nem criar modelos universais que a descrevam. E quanto mais genomas, transcriptomas e proteomas são seqüenciados, mais encontramos genes e proteínas desconhecidas, RNAs não codificantes – pequenos ou longos – de funções ainda desconhecidas. Peças que ainda não sabemos onde se encaixam e nem o que fazem.

As conexões do sistema.

Para montar esta máquina, além de conhecer suas partes, temos que entender como elas se relacionam, como se conectam. Conhecer as conexões entre os componentes de um sistema é essencial para entendermos como ele funciona. E, pelo que vi neste encontro, este é atualmente um dos maiores desafios. Para superá-lo é imprescindível o desenvolvimento de ferramentas computacionais para manejar, interpretar e integrar a enorme quantidade de dados gerados por técnicas cada vez mais “high throughput”.

Mas muitos avanços já foram feitos. Ferramentas estão sendo desenvolvidas para integrar estes dados, gerar modelos matemáticos e montar redes de interação.

Como eu já falei aqui, a complexidade dos organismos está intrinsicamente relacionada a sua capacidade de regular seus componentes. E grande parte das “novas peças” - RNAs não codificantes e sequências genômicas antes consideradas DNA “lixo” – estão aparentemente envolvidas em mecanismos de regulação gênica. Entender estes mecanismos de regulação é um passo importante para saber como todas as peças se encaixam para formar um sistema funcional.

O sistema a nosso favor: biologia sintética.

A biologia de sistemas busca integrar diferentes tipos de dados, achar a conexão entre eles para, por fim, criar modelos que permitam prever fenômenos biológicos, dados os componentes envolvidos. Embora isso ainda não seja exatamente uma realidade, esta história já tem um belo começo e começa a gerar frutos. Aplicações biotecnológicas para todo este conhecimento já começam a surgir.

Conhecendo as peças de uma máquina, como se encaixam e como juntas funcionam, podemos modificá-la ou, seguindo os seus princípios, criar uma máquina nova. E é isso que a biologia sintética se propõe a fazer: criar sistemas biológicos modificados para, por exemplo, produzir biocompostos, com maior eficiência. Fazer com que a máquina trabalhe a nosso favor.

O sistema é multidisciplinar

Ao final de cada palestra, havia sempre uma longa lista de pessoas envolvidas no projeto: professores, pós docs, doutorandos, mestrandos, alunos de graduação e colaboradores externos. A biologia de sistemas é a integração de várias disciplinas e seus projetos só podem ser executados através da colaboração entre profissionais com diferentes especialidades e mesmo entre instituições com infra-estruturas complementares, uma vez que muitos dos equipamentos necessários não são banais, mesmo para instituições acima da linha do equador.

Alguns palestrantes mostraram, inclusive, um fluxograma de etapas e pessoas, mostrando como todos estão conectados e como um depende dos dados do outro para realizar o seu trabalho.

Há quem veja a especialização do conhecimento com maus olhos, mas convenhamos que não há outro jeito. Estes projetos envolvem biologia molecular, celular, bioquímica, matemática, estatística e ciências computacionais em níveis avançados. Dificilmente, um único ser humano seria excepcional em todas estas áreas. Mas embora cada um faça sua parte, é importante que todos tenham um conhecimento mínimo de todas as etapas envolvidas e do projeto como um todo e, assim, não percam a perspectiva.

Achei muito legal ver trabalhos serem feitos totalmente em colaboração. Todos em um grupo de pesquisa, trabalhando dentro de um mesmo tema, por um mesmo projeto, para responder perguntas diferentes, mas dentro de uma questão maior. Até onde eu sei, isso não é tão comum aqui no Brasil. Geralmente, é cada aluno com o seu projeto. Por mais que estes projetos tenham alguma relação ou estejam dentro de um mesmo tema, não são tão interconectados e colaborativos assim. Penso em como poderíamos produzir trabalhos mais completos, se pensássemos e trabalhássemos mais em equipe!

Systems Biology Meeting - Ouro Preto, MG.

noreply@blogger.com (Juliana Americo) — Sat, 24 Apr 2010 23:40:00 +0000

Entre 25 e 29 de abril estarei no Brasil Deutschland Systems Biology meeting, em Ouro Preto (MG).

A biologia de sistemas busca integrar dados heterogênos - derivados das muitas ômicas existentes hoje em dia - e, assim, construir uma visão sistêmica dos processos biológicos.

A programação está bastante interessante e conta com palestras sobre diferentes bancos de dados e plataformas de biologia de sistemas, além de palestras sobre redes gênicas, microRNAs, biologia de sistemas do RNA e sobre o sequenciamento do transcriptoma de tumores através de uma abordagem ainda bastante recente chamada RNA-seq.

Na medida do possível, postarei atualizações sobre o evento durante a semana!