Indonesia Bisa

Gue Galau

2011-12-09T22:16:00.000-08:00

Gini nie orang yang lagi galau proposal skripsi....semua jadi kelupaan....semua gak teratur dan terarah..jam jadi padat nian...

Baru proposal udah riweh.. sama pembimbing nggak dihiraukan...masa pembimbing malah mempersulit sihh......

yang punya proyek malah santai gitu.... ntar tiba" ngejatuhin dibelakang awas aja.. gue gak akan terima banget..... prosedur tidak dijelaskan...cara"nya gimana gue harus kasih ide malah.... haduh apa kayak gini ya ikut proyek dosen??

mending gue pake judul sendiri dulu..... shit..

Kesabaranku sedang diuji..semoga bisa ditahan meski kusadari memang ada batasnya...
mau gimana lagi,, ya sudah kuungkapkan saja disini ....

maaf ya guys belum bisa isi materi disini... gue lagi sibuk skripsweet.. doakan biar lancar semuanya.. :)

Hubungan Kondisional Lingkungan dan Perekonomian Dengan Kesehatan Reproduksi Manusia

2011-11-13T05:50:00.000-08:00

BAB I
PENDAHULUAN

1.1. Latar Belakang
Organ reproduksi manusia jantan terdiri dari organ genital primer dan sekunder. Organ genital primer berupa testis yang merupakan kelenjar kelamin yang berjumlah sepasang dan akan menghasilkan sel-sel sperma serta hormone testosterone. Spermatozoa atau sel-sel sperma merupakan sel haploid (n) yang dibentuk di dalam tubulus seminiferus dari gamet jantan melalui proses komplek yaitu spermatogenesis. Apabila bergabung dengan oosit akan membentuk zigot, dan secara normal akan berkembang menjadi embrio (Alfiah, 2011). Peran aktif spermatozoon sebagai gamet jantan penting pada keberhasilan munculnya individu baru. Standar kualitas sperma diperlukan dalam reproduksi (Yatim, 1982).
Tingkat kesuburan seorang pria dapat diukur dan dilakukan dengan cara memeriksa dan menganalisis spermanya, baik secara langsung atau menggunakan mikroskop. Analisis sperma menghasilkan parameter yang meliputi volume, pH, bau, warna, jumlah spermatozoa per mililiter, gerakan, dan bentuk spermatozoa (Surya, 2010). Dari hasil analisis sperma dapat terlihat kualitas dan kuantitas dari spermatozoa. Jika ditemukan fruktosa di dalam semen, harus dilakukan tindakan biopsi testis. Jika tidak ditemukan fruktosa di dalam semen, menunjukkan tidak adanya kelainan vesikula dan vasa seminalis yang bersifat kongenital (Syafrudin & Hamidah, 2009).
Beberapa hal yang mempengaruhi kualitas Spermatozoa antara lain adalah faktor lingkungan, pola hidup dan asupan gizi. Wonokusumo.............................................................
Berawal pada program research by learning (RBL) mata kuliah Spermatologi kali ini kami mencoba melakukan analisis lapangan ke daerah Wonokusumo untuk mengetahui dampak kondisi lingkungan, faktor ekonomi dan pola hidup masyarakat daerah setempat terhadap kesehatan reproduksi para warganya. Indikator dan parameter yang kami dapatkan meliputi penyebaran kuisioner dan juga pengambilan sampel semen warga setempat yang kemudian dianalisis di laboratorium Departemen Biologi Fakultas Sains dan Teknologi Universitas Airlangga Surabaya.

1.2. Rumusan Masalah
1. Bagaimanakah kualitas spermatozoa berdasarkan pola hidup masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ... ?
2. Bagaimanakah kualitas spermatozoa berdasarkan asupan gizi masyarakat kecamatan Semampir Kelurahan Ujung RW .. RT ... ?

1.3. Tujuan
1. Untuk mengetahui kualitas spermatozoa berdasarkan pola hidup masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ...
2. Untuk mengetahui kualitas spermatozoa berdasarkan asupan gizi masyarakat kecamatan Wonokusumo kelurahan Ujung RW ... RT ...

1.4. Manfaat
1. Untuk melatih kemampuan mahasiswa dalam mengamati dan menganalisa sperma
2. Untuk mengetahui hubungan antara kualitas lingkungan dengan kualitas sperma

BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 SPERMATOZOA
Spermatozoon merupakan gamet jantan tunggal yang telah masak (melalui proses spermatogenesis) dan siap membuahi ovum. Spermatozoon berbeda pengertiannya dengan semen maupun spermatozoa. Semen merupakan nama lain dari mani yang diejakulasikan pria (terdiri dari plasma semen dan spermatozoa itu sendiri), sedangkan spermatozoa merupakan jamak spermatozoon (spermatozoon dalam jumlah yang banyak). Selama berhubungan seksual, volume semen yang biasa diejakulasikan rata-rata adalah 3,5 ml dan setiap satu ml semen rata-rata mengandung 120 juta spermatozoon. Bila diamati lebih dekat, sperma terlihat persis seperti sebuah mesin yang khusus didesain untuk mengangkut muatan genetis. Dalam muatan ini terdapat 23 kromosom yang dimiliki oleh laki-laki. Segala informasi mengenai tubuh manusia, bahkan hingga seluk-beluknya yang paling kecil, tersimpan dalam kromosom ini.
Perlu diketahui juga bahwa spermatozoon ini memiliki ukuran yang sangat kecil yaitu dengan panjang 0,05 µm, sehingga disebut sebagai sel terkecil dalam tubuh manusia.* Untuk mampu membuahi ovum, spermatozoon harus memiliki bentuk yang normal dan mampu bergerak secara progressif (lurus ke depan). Spermatozoon tersebut biasanya memiliki kemampuan berenang hingga 1-4 mm per menit. Spermatozoon harus menggetarkan ekornya lebih dari 1000 kali hanya untuk berenang 1,25 cm atau ½ inci (Siti Aisyah, 2010)

Gambar 1. Spermatozoa

Pada dasarnya, sperma memiliki bagian-bagian yang masing-masing memiliki fungsi yang mendukung proses fertilisasi dapat berlangsung. Bagian-bagian tersebut terbagi atas 3 bagian utama, yaitu:
1. Bagian Kepala
Pada bagian kepala spermatozoon ini, terdapat inti tebal dengan sedikit sitoplasma yang diselubungi oleh selubung tebal dan terdapat 23 kromosom dari sel ayah. Selubung tebal yang dimaksud adalah akrosom, fungsi dari akrosom adalah untuk melindungi, juga menghasilkan enzim. Akrosom ini mengandung enzim pembuahan yaitu hialuronidase dan akrosin. Yang masing-masing enzim tersebut memiliki fungsi yang berbeda. Hialuronidase merupakan enzim yang dapat melarutkan hialuronid pada korona radiata ovum, sehingga spermatozoon dapat menembus dan membuahi ovum. Sementara akrosin merupakan enzim protease yang dapat menghancurkan glikoprotein yang terdapat di zona pellusida ovum.
2. Bagian Badan
Terdapat sebuah mitokondria berbentuk spiral dan berukuran besar, berfungsi sebagai penyedia ATP/ energi untuk pergerakan ekor.
3. Bagian Ekor
Pada bagian ekor sperma yang cukup panjang terdapat Axial Filament pada bagian dalam,& membran plasma dibagian luar yang berfungsi untuk pergerakan sperma Berupa flagella untuk pergerakan spermatozoon. Bagian ini mengandung sedikit sekali sitoplasma dan mengandung rangka poros yang disebut aksonema.

2.2 MORFOLOGI SPERMATOZOA
Morfologi yang terlihat pada mikroskop bukanlah morfologi dari spermatozoon hidup, tetapi citra yang kita buat. Citra ini tergantung pada beberapa faktor, seperti : spermiogenesis, transport sperma, pematangan, aging, lamanya di plasma semen, teknik pengecatan, fiksasi, pewarnaan maupun kualitas mikroskop yang dipergunakan.
Pewarnaan dan pengecatan dengan kualitas tinggi sangat penting ketika melakukan morfologi sperma. Setiap spermatozoon tanpa ”cacat” secara morfologi adalah normal, diluar itu adalah abnormal.
Evaluasi yang dilakukan meliputi : kepala, midpiece, dan ekor spermatozoa.
Kriteria morfologi sperma disebut normal bila :

Gambar 2. Spermatozoa Normal

• Kepala : berbentuk oval, akrosom menutupi 1/3nya, panjang 3-5 mikron, lebar ½ s/d 2/3 panjangnya.
• Midpiece : langsing (< ½ lebar kepala), panjang 2x panjang kepala, dan berada dalam satu garis lengan sumbu panjang kepala.
• Ekor : batas tegas, berupa garis panjang 9 x panjang kepala.

Spermatozoa Abnormal

Istilah-istilah yang dipakai pada bentuk yang abnormal adalah :
a. Makro : 25 % > kepala normal
b. Mikro : 25 % < kepala normal
c. Taper : kurus, lebar kepala ½ yng normal, tidak jelas batas akrosom, memberi gambaran cerutu
d. Amorf : Bentuk kepala yg ganjil, permukaan tidak rata, tidak jelas batas akrosom
e. Round : bentuk kepala seperti lingkaran, tidak menunjukkan akrosom
f. Cytoplasmic droplet : menempel pada kepala atau midpiece, lebih cerah
g. Ekor abnormal : pendek / spiral / permukaan tidak halus / ganda
h. Bentuk normo, spermatozoa dengan kepala oval
i. Bentuk piri, spermatozoa dengan bentuk kepala seperti buah pir
j. Bentuk lepto, spermatozoa dengan bentuk kepala kurus memanjang
k. Bentuk terato, spermatozoa dengan bentuk kepala tidak tertentu
l. Bentuk kepala dua (double head). (Anton Darsono, 2010)

Morfologi bagian lain, meliputi pengamatan terhadap adanya :
a. Midpiece defect, spermatozoa dengan sisa sitoplasma didaerah lehernya
b. Cytoplasmic droplet, spermatozoa yang bagian ekornya masih mengandung sisa sitoplasma
c. Kelainan ekor, meliputi ekor yang melingkar tertekuk tajam, bercabang dan putus

Spermatozoa disebut mempunyai kualitas bentuk yang cukup baik bila ≥ 50% spermatozoa mempunyai morfologi normal. Bila > 50% spermatozoa mempunyai morfologi abnormal, maka keadaan ini di sebut teratozoospermia.

2.3 ANALISIS SEMEN
Analisis semen merupakan suatu pemeriksaan yang dapat menentukan penyebab infertilitas. Masturbasi merupakan metode umum untuk memperoleh spesimen. Cara ini merupakan metode yang paling dianjurkan untuk memperoleh sperma, biasanya dengan tangan (baik tangan sendiri maupun tangan istrinya) atau dengan suatu alat tertentu. Kebaikan cara ini menghindari kemungkinan tumpah ketika menampung sperma, menghindari dari pencemaran sperma dengan zat-zat yang lain.
Parameter-parameter sperma dapat dinyatakan secara :
1. Kuantitatif, misalnya volume, jumlah spermatozoa/ml, kadar fruktosa.
2. Semi kuantitatif, misalnya viskositas sperma, motilitas spermatozoa.
3. Kuantitatif, misalnya bau dan warna sperma.
Yang akan dibahas berikut adalah pemeriksaan parameter-parameter sperma pada analisa sperma dasar Analisis sperma dasar dilakukan menurut tahapan sebagai berikut :
a. Pemeriksaan makroskopis.
Segera setelah sperma diejakulasikan, hendaknya diamati :
1. Ada/tidaknya koagulum
2. Warna sperma
3. Bau sperma
4. Proses likuefaksi sperma
Setelah proses likuefaksi selesai, ditentukan parameter sebagai berikut :
1. Volume sperma
2. pH sperma
3. Warna sperma
4. Viskositas sperma

b. Pemeriksaan mikroskopis
Pemeriksaan mikroskopis dilakukan setelah proses likuefaksi selesai.
Pemeriksaan ini meliputi :
1. Motilitas spermatozoa
2. Jumlah spermatozoa
3. Morfologi spermatozoa
4. Viabilitas spermatozoa
5. Aglutinasi spermatozoa

c. Jumlah spermatozoa/ml
Jumlah spermatozoa/ml yang menjadi pegangan untuk dikatakan cukup, kurang ataupun berlebih adalah 20 juta/ml. Istilah yang dipakai adalah sbb :
a) 0 Juta/ml disebut Azoospermia
b) 0 - 5 juta/ml disebut Ekstrimoligozoospermia
c) < 20 juta disebut oligozoospermia
d) 250 Juta/ml disebut Polizoospermia
e) Jumlah spermatozoa 20 – 250 juta/ml sudah dianggap masuk dalam batas-batas yang normal.
d. PROSENTASE SPERMATOZOA MOTIL
Kualitas pergerakan spermatozoa disebut baik bila 50% atau lebih spermatozoa menunjukkan pergerakan yang sebagian besar adalah gerak yang cukup baik atau sangat baik (grade II/III). Gradasi menurut W.H.O. untuk pergerakan spermatozoa adalah sebagai berikut:
a) 0 = spermatozoa tidak menunjukkan pergerakan
b) 1 = spermatozoa bergerak ke depan dengan lambat
c) 2 = spermatozoa bergerak ke depan dengan cepat
d) 3 = spermatozoa bergerak ke depan sangat cepat
e) Bila spermatozoa yang motil kurang dari 50%, maka spermatozoa disebut astenik. Istilah yang digunakan adalah Astenozoospermia.
f) Bila sperma immotil > 50 % maka dilakukan uji viabilitas (vitality test)

Gambar 4. Viabilitas Spermatozoa

Secara umum parameter sperma normal adalah sebagai berikut :
Volume : 2 ml atau lebih
pH : 7,2 – 8
Bau : Khas
Warna : Kelabu pucat
Konsentrasi : 20 juta per mililiter
Gerakan : Sebesar 50% atau lebih cenderung bergerak ke depan
Bentuk : Sebesar 30% atau lebih normal atau kurang dari 20% abnormal
Sumber: Surya Gunawan, 2010. Dan Baziad A.S., 2003, Endokrinologi Ginekologi

BAB III
CARA KERJA

I. Pada saat di lapangan
1. Meminta izin pada ketua RT/RW setempat.
2. Meyebarkan lembar kuesioner kepada warga setempat.
3. Meminta izin kepada warga yang mau di minta sample urin dan semen.
4. Mengambil sample urin dan semen untuk di perikasa di laboratorium.

II. Pada saat di Laboratorium
A. Pemeriksaan secara makroskopis
Pemeriksaan makroskopis meliputi pemeriksaan volume, pH warna, bau dan viskositas.
1. Volume diukur dengan gelas ukur yang berskala 0,1 ml.
2. pH diperiksa dengan kertas lakmus dengan pH 6,6 - 8,0. secara normal semen bersifat basa (ph 7,2-7,4). Jika pH bersifat sangat asam (pH<6) menunjukkan adanya kegagalan sekresi kelenjar asesoris, tetapi jika pH sangat basa (pH>8) menunjukkan adanya infeksi saluran reproduksi.
3. Bau dibedakan atas bau khas, amis, dan busuk.
4. Warna dibedakan atas warna putih keruh (kekuningan), putih keabuan dan putih kemerahan.
5. Viskositas atau kekentalan ditentukan dengan pipet Eliasson dan stop watch atau dapat juga secara kualitatif.

B. Pemeriksaan secara mikroskopis
Bahan Dan Alat:
1. Semen manusia
2. Gelas obyek cekung
3. Pipet
4. Mikroskop cahaya
5. Stop watch
6. Hemositometer
7. Counter
8. Gelas obyek dan gelas penutup
9. Bunsen dan spirtus
10. Kertas tissue gulung
11. Zat warna Eosin 1% dan Nigrosin 10%

1. Motilitas Spermatozoa
Pengamatan secara langsung, dilakukan berdasarkan petunjuk dari WHO (1992) dengan mekanisme sebagai berikut.
Kategori A : spermatozoa bergerak cepat ke depan
Kategori B : spermatozoa bergerak cepat atau lambat dan tidak beraturan
Kategori C : spermatozoa bergerak ditempat
Kategori D : spermatozoa tidak bergerak
Dari keempat kategori tersebut, spermatozoa dikatakan normal bila:
kategori A > 25% dan
B > 25% atau
(A + B) > 50% dalam 60 menit setelah dikoleksi.

2. Viabilitas dan Morfologi
Cara Kerja
a) Satu tetes suspensi spermatozoa + 1 tetes Eosin 1% + 1 tetes Nigrosin 10% diletakkan dalam gelas obyek, dihomogenkan dan dibuat hapusan, kemudian dikering anginkan (2-4 menit).
b) Viabilitas spermatozoa dapat diamati di bawah mikroskop cahaya pembesaran 400x. Spermatozoa yang berwarna merah menunjukkan spermatozoa yang mati dan sebaliknya yang tidak berwarna adalah yang hidup. Hitunglah persentase spermatozoa yang hidup dan mati.
c) Morfologi spermatozoa diamati dibawah mikroskop cahaya 100x dan 400x. Hitunglah persentase spermatozoa yang normal dan tidak normal.

3. Jumlah Spermatozoa, Leukosit dan Eritrosit
Cara Kerja
1) jumlah spermatozoa dihitung dengan cara suspensi spermatozoa sebanyak 1 ml diletakkan di atas gelas hemositometer, kemudian ditutup dengan kaca penutup. Jumlah spermatozoa dihitung di bawah mikroskop cahaya dengan pembesaran 400 x.
2) Jika spermatozoa terlalu padat, perlu dilakukan pengenceran (10x) dengan cara menggunakan pipet hemositometer, hisaplah suspensi spermatozoa hingga menunjukkan angka 1, setelah itu hisaplah larutan fisiologis (NaCl) (untuk mengencerkan) hingga menunjukkan angka 11. Homogenkan lalu diletakkan di atas gelas hemositometer, kemudian ditutup dengan kaca penutup. Jumlah spermatozoa dihitung di bawah mikroskop cahaya dengan pembesaran 400 x.
3) Hal ini (cara no.2) juga dilakukan untuk menghitung leukosit dan eritrosit, namun sebelumnya dilakukan pengukuran pengenceran terlebih dahulu menggunakan tabung atau pipet dari hemositometer (cara pengukurannya lihat pada petunjuk praktikum Fisiologi Hewan)
4) Cara menghitung spermatozoa adalah sebagai berikut:
a. Suspensi spermatozoa diletakkan ke dalam kamar hitung (hemositometer)
b. Hindari terbentuknya gelembung udara pada saat menutup kamar hitung dengan gelas penutup
c. Bilik hemositometer yang digunakan adalah bilik yang besar (ada 4 bilik: atas kiri dan kanan, bawah kiri dan kanan), kecuali untuk menghitung eritrosit menggunakan bilik kecil (ada 5 bilik).
d. Spermatozoa yang dihitung adalah spermatozoa yang terletak di bagian tengah dan tepi bilik (sebelah atas dan kiri bilik), sedang spermatozoa yangterletak di tepi bilik bagian kanan dan bawah tidak dihitung.
e. Rata-rata jumlah spermatozoa (n) diperoleh dari total penjumlahan spermatozoa yang ada di setiap bilik dibagi 4
f. Panjang setiap bilik adalah 1 mm dan tinggi 0,1 mm, sehingga volume bilik = 0,1 mm3 (1,0 mm2 x 0,1 mm atau 1,0 x 10-4 ml)
g. Jumlah spermatozoa dihitung dengan rumus jumlah sel/ml = jumlah spermatozoa (n) x 104 x faktor pengenceran

4. Aglutinasi
Cara Kerja
1) Satu tetes supernatan diletakkan dalam gelas obyek cekung kemudian diamati dibawah mikroskop cahaya 100x.
2) Hitung jumlah spermatozoa yang mengalami aglutinasi (bergerombol) dengan interval waktu 60, 75, 90, 105, dan 120 menit setelah ejakulasi.
3) Aglutinasi spermatozoa dapat terjadi antara: bagian kepala-kepala, ekor-ekor dan kepala-ekor.
4) Ulangi penghitungan 10 kali.

Beberapa Istilah Dalam Analisis Kualitas Spermatozoa:
a. Azoospermia, tidak terdapat spermatozoa dalam ejakulat, setelah sentrifuge.
b. Extreem oligo, jumlah spermatozoa kurang dari 5 juta per ml ejakulat
c. Oligospermia, jumlah spermatozoa antara 5-<20 juta per ml ejakulat
d. Asthonospermia, jumlah spermatozoa yang bergerak baik kurang dari 50%
e. Teratospermia, jumlah spermatozoa normal kurang dari 50%
f. Necrospermatozoa, smua spermatozoa mati
g. Leukospermia, sperma mengandung leukosit lebih dari 1200/mm3
h. Haemospermia, terdapat eritrosit dalam ejakulat
i. Normospermia, spermatozoa 20 juta/ml ejakulat, motilitas 50% atau lebih, spermatozoa normal 50% atau lebih
j. Hypospermia, volume ejakulat kurang dari 1 ml
k. Hyperspermia, volume ejakulat lebih dari 6 ml

Cara Kerja
1. Satu tetes supernatan diletakkan dalam gelas obyek cekung kemudian diamati dibawah mikroskop cahaya 100x.
2. Hitung persentase motilitas spermatozoa (dari 100 spermatozoa) dengan menggunakan kategori dari WHO.

BAB IV
HASIL DAN ANALISIS DATA

Hasil pengamatan
A. Pengamatan makroskopis
Gang Volume Bau (Keruh) Warna (Putih keruh) pH Viskositas replikasi ke-
1 2 3 4 5
8 2,4 ml + +++ 7,5 20:46 01:17 01:09 01:21 00:47
9 1,6 ml +++ + 8,5 03:31 02:41 01:49 00:51 02:49

B. Pengamatan mikroskopis
Aglutinasi
Gang Replikasi ke- Aglutinasi (menit)
45 60 75 90 105
8 1 7 8 1 - -
2 5 3 1 - -
3 7 2 1 - -
4 7 1 - - -
5 8 - 2 - -
Rata-Rata 6,8 2,8 1 0 0
9 1 7 6 3 - -
2 8 5 2 - -
3 9 4 2 1 -
4 10 5 3 - -
5 8 5 2 - -
Rata-Rata 8,4 5 2,4 0,2 0

Motilitas
Gang Replikasi ke- Jenis motilitas Total
A B C D
8 1 43 15 7 35 100
2 50 17 15 18 100
3 46 15 5 34 100
4 36 11 13 40 100
5 42 12 16 30 100
Total 217 70 56 157
Rata-Rata 43,4 14 11,2 31,4
9 1 29 26 29 17 100
2 40 31 22 7 100
3 47 35 177 1 100
4 36 37 16 11 100
5 38 41 14 7 100
Total 190 170 258 43
Rata-Rata 38 34 51.6 8.6

Jumlah
Gang Replikasi ke- Pengamatan pada Jumlah Rata-rata
Kanan-atas Kiri-atas Kanan-bawah Kiri-bawah
8 1 1.272 1.242 918 1.434 4866 1216,5
2 632 460 632 468 2192 574,67
3 202 85 81 84 452 122,67
4 211 118 120 145 594 149,67
5 83 109 113 85 390 101,67
408,502
9 1 16 19 25 32 92 20
2 119 123 37 98 377 93
3 20 20 30 26 96 23,33
4 40 21 13 23 97 24,67
5 11 15 14 25 65 13,33
34,87

Morfologi
Gang Replikasi ke- Jenis spermatozoa
normal tidak normal
8 1 85 1
2 31 -
3 39 3
4 24 -
5 19 -
Rata-Rata 39,6 0,8
9 1 18 -
2 16 -
3 24 -
4 27 -
5 30 -
Rata-Rata 22,4 0

Viabilitas
Gang Replikasi ke- Keadaan spermatozoa
mati hidup
8 1 30 13
2 16 8
3 18 6
4 19 9
5 25 11
Rata-Rata 21,6 9,4
9 1 22 10
2 11 5
3 20 3
4 25 4
5 25 7
Rata-Rata 20,6 5,8

BAB V
PEMBAHASAN

BAB VI
KESIMPULAN
Dari hasil research by learning (RBL) yang telah kami lakukan melalui pengambilan beberapa sampel semen warga di daerah RW ..... kelurahan Ujung kecamatan Wonokusumo didapatkan kesimpulan bahwa kualitas spermatozoa ......

DAFTAR PUSTAKA

Hayati, A., A. Devi and I.B. Rai Pidada. 2005. Spermatozoa Motility and Morphological Recovery Process in Mice after The Induction of 2-Methoxyethanol, Folia Medica Indonesian. Vol. 41, 2: 90-95.
Hayati, Alfiah. 2010. Spermatologi Bahan Ajar. Surabaya : Departemen Biologi Universitas Airlangga
Syafrudin, Hamidah. 2009. Kebidanan Komunitas. Jakarta : Penerbit Buku Kedokteran EGC.
Gunawan, Surya. 2010. Mau Anak Laki-Laki Atau Perempuan. Jakarta Selatan : PT. Agromedia Pustaka.
Anonimus. 2009. Analisis Sperma. http://syl4r.blogspot.com/2009/01/analisis-sperma.html (diakses pada tanggal 31 Mei 2011)
Rifal, M. 2009. Analisis Sperma. http://korek-obgin.blogspot.com/2009/12/analisis-sperma_14.html (diakses pada tanggal 4 Juni 2011).
Darsono, Anton. 2010. Analisa Spermatozoa. http://klinikandrologi.blogspot.com/2008/06/membaca-hasil-analisa-sperma.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).
Gozali, Amir. 2009. Analisa Sperma. http://infoanalis.blogspot.com/2009/01/analisa-sperma.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).
Darsono, Anton. 2010. Morfologi Spermatozoa. http://analisasperma.blogspot.com/2010/12/interpretasi-hasil.html (diakses pada tanggal 12 Juni 2011).

Biodiversitas Jeruk Manis di Indonesia

2011-11-13T05:48:00.000-08:00

BAB I
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Indonesia yang termasuk negara tropis berada pada kawasan yang dilalui garis katulistiwa merupakan habitan yang mendukung pertumbuhan buah jeruk, dan dapat ditanami buah jeruk hingga ketinggian 2.000 m dpl, dengan temperature optimal pertumbuhannya antara 25-30oC (Pracaya, 1992). Potensi dan peluang pengembangan tanaman jeruk manis di Indonesia sangat besar, baik ditinjau dari potensi lahan, keragaman jenis, maupun dari aspek petani dan teknologi. Diketahui bahwa buah jeruk manis memiliki prospek ekonomi yang lebih baik bila dijual tidak hanya dalam bentuk buah segar, ditambah lagi karena kulitnya lebih sukar dikupas dibandingkan dengan jeruk keprok diadakan produk olahan yang dapat dikembangkan antara lain bahan pewarna, tepung kulit buah, juice, cocktail dan sirup buah jeruk. Produk olahan yang memiliki prospek ekonomi dari sisi profit yang terbesar adalah sirup buah dan cocktail. Sedangkan dari sisi pemanfaatan produk samping (kulit buahnya) masih memerlukan banyak kajian ulang (Kastaman, 2007).
Sesudah perang dunia ke II di Indonesia telah banyak ditanaman varietas jeruk manis, tetapi akhir-akhir ini tanaman jeruk tidak begitu pesat perkembangannya. Penyebabnya bermacam-macam, di antaranya karena serangan penyakit CVPD (Citrus Vein Phloem Degeneration), penyakit akar, pemasarannya pun kalah dengan jeruk keprok, jeruk siem, dan lain-lain.

1.2 Rumusan Masalah
Berdasarkan latar belakang permasalahan di atas, maka diajukan rumusan masalah sebagai berikut :
1. Bagamana distribusi jeruk manis (Citrus aurantium L.) di Indonesia ?
2. Apa saja faktor-faktor yang mempengaruhi pertumbuhan jeruk manis (Citrus aurantium L.) di Indonesia agar produksi buahnya meningkat ?
3. Apa saja varietas jeruk manis (Citrus aurantium L.) yang ada di Indonesia ?

BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 BOTANI JERUK MANIS (Citrus sinensis L.)
A. Taksonomi
Jeruk manis, disebut juga jeruk peras, mempunyai nama ilmiah Citrus sinensis (L.) Osbeck. Sinonim : Citrus aurantium L. var. sinensis L. Jeruk manis ini termasuk dalam klasifikasi berikut ini :
Kingdom : Plantae (Tumbuhan)
Subkingdom : Tracheobionta (Tumbuhan berpembuluh)
Super Divisi : Spermatophyta (Menghasilkan biji)
Divisi : Magnoliophyta (Tumbuhan berbunga)
Kelas : Magnoliopsida (berkeping dua / dikotil)
Sub Kelas : Rosidae
Ordo : Sapindales
Famili : Rutaceae (suku jeruk-jerukan)
Genus : Citrus
Spesies : Citrus sinensis (L.) Osbeck
Banyak jeruk yang dikawinsilangkan sehingga terjadi hibrid, di antaranya yaitu mandarin dikawinkan dengan jeruk manis menghasilkan jeruk tangor, Poncirus dikawinkan dengan jeruk manis menghasilkan jeruk citrange.

B. Morfologi
jeruk manis termasuk kelas Dicotyledoneae (berkeping dua), mempunyai ciri-ciri :
 Dapat hidup bertahun-tahun
 Perakarannya dalam
 Mempunyai akar tunggang dan akar serabut
 Dapat dikembangkanbiakkan secara vegetatif (cangkok) maupun generatif (dengan biji)
 Mahkota daun bulat dan
 Kerimbunan sedang.
Buah jeruk manis berukuran besar, tangkainya kuat. Bentuknya bulat, bulat lonjong, atau bulat rata (papak) dengan bagian dasar bulat, ujungnya bulat atau papak, bergaris tengah 4-12 cm. buah yang masak berwarna oranye, kuning, atau hijau kekuningan, berbau sedikit harum, agak halus, tidak berbulu, kusam, dan sedikit mengilat. Kulit buah tebalnya 0,3 – 0,5 cm, dari tepi berwarna kuning atau oranye tua dan makin ke dalam berwarna putih kekuningan sampai putih, berdaging, dan kuat melekat pada dinding buah. Di dalam kulit buah ada segmen (bagian buah) yang jumlahnya 8-13 buah mengelilingi sumbu yang kuat. Setiap segmen mempunyai kulit tipis, kuat, putih transparan (jernih), dan melekat satu sama lain dengan kuat. Di dalam segmen segmen ada daging (pulp) yang berwarna kuning, oranye kekuningan, atau kemerahan. Berbau sedikit harum, rasanya manis atau sedikit asam tetapi segar. Pulp itu terdiri dari gelembung kecil yang kedua ujungnya runcing atau tumpul, berisi cairan, dan letaknya bebas. Kelopak buah berbentuk seperti bintang dengan 3-6 segmen berbentuk segitiga, bergaris tengah 1-1,5 cm.

C. Komposisi Buah
Komposisi buah jeruk manis terdiri dari bermacam-macam, diantaranya air 70-92% (tergantung kualitas buah), gula, asam organik, asam amino, vitamin, zat warna, mineral, dan lain-lain.

BAB III
PEMBAHASAN

3.1 Distribusi Jeruk Manis di Indonesia
Asal jeruk adalah dari Asia Timur dan Asia Tenggara, membentuk sebuah busur yang membentang dari Jepang terus ke selatan hingga kemudian membelok ke barat ke arah India bagian timur. Jeruk manis berasal dari Asia Timur.
Buah ini berasal dari banyak tempat di sekitar Mediterania, dari Afrika dan Brasil. Tempat asalnya adalah India, Tiongkok Selatan dan Indonesia. Pelaut Portugis membawa buah-buahan ini ke Eropa untuk pertama kalinya pada abad 17.
Sejak ratusan tahun yang lalu, jeruk sudah tumbuh di Indonesia baik secara alami atau dibudidayakan. Jeruk manis (Citrus aurantium L.) berasal dari India timur laut, Cina selatan, Birma utara, dan Vietnam. Pada saat sekarang jeruk manis sudah banyak ditanam di daerah tropis maupun subtropis.
Distribusi jeruk di Indonesia tersebar meliputi: Garut (Jawa Barat), Tawangmangu (Jawa Tengah), Batu dan Pacitan (Jawa Timur), Tejakula (Bali), Selayar (Sulawesi Selatan), Pontianak (Kalimantan Barat) dan Medan (Sumatera Utara). Karena adanya serangan virus CVPD (Citrus Vein Phloen Degeneration), beberapa sentra penanaman mengalami penurunan produksi yang diperparah lagi oleh sistem monopoli tata niaga jeruk yang saat ini tidak berlaku lagi. Dimana Indonesia menghasilkan 78.674 MT. Namun untuk area produksi di Jawa Timur, utamanya jeruk manis banyak dihasilkan dari kawasan Malang (BPS, 2008).
Sedangkan Pacitan adalah kota pertama, sebagai potensi atau peluang yang cukup menjanjikan dalam pengembangan usaha pertanian jeruk manis ini, dilihat dari keuntungan yang diterima. Kedua dari segi ekonomis Jeruk Manis Pacitan memiliki nilai jual yang relatif cukup tinggi. Ketiga jeruk manis memiliki nilai tambah dari hasil pengolahannya menjadi minuman sari buah Jeruk Manis Pacitan.

3.2 Faktor-Faktor Yang Mempengaruhi Pertumbuhan Jeruk Manis (Citrus Aurantium L.) di Indonesia Dalam Peningkatan Hasil Produksi Buah.
Pertumbuhan jeruk manis di Indonesia dipengaruhi oleh beberapa faktor lingkungan yang dapat mempengaruhi hasil produksi buahnya. Tanaman jeruk manis, dan juga jeruk manis lainnya, dapat di tanam di daerah antara 400 LU dan 400 LS. Namun tanaman jeruk paling banyak terdapat di daerah 200 - 400 LU dan 200 - 400 LS. Di sekitar Laut Tengah, daerah 440 LU, masih merupakan daerah yang cocok untuk tanaman jeruk. Jeruk manis tumbuh dan menghasilkan buah dengan baik jika ditanam pada daerah subtropis dengan suhu optimal 250-300C. Di atas dan di bawah temperatur optimal pertumuhannya akan berkurang. Apabila temperatur di atas 380C atau di bawah 130C kemungkinan pertumbuhannya akan terhenti. Namun, ada juga tanaman jeruk yang masih bisa bertahan sampai temperatur 500C atau sedikit di bawah 00C. Di daerah subtropis, produksi jeruk lebih tinggi dari pada di daerah tropis. Hal ini kemungkinan disebabkan oleh iklim yang berbeda atau karena faktor-faktor lain yang dilakukan lebih intensif, seperti pemupukan, pengairan, pengendalian hama penyakit dan lain-lain. Menurut Savage, produksi jeruk di daerah subtropis dapat mencapai 36 – 40 ton per hektar, sedangkan di daerah tropis hanya mencapai 13 – 22 ton per hektar.
Tanaman jeruk manis ditanam diberbagai jenis tanah, dari tanah pasir kasar sampai tanah liat berat. Tanah tidak boleh tergenang air. Didaerah yang tergenang air harus segera dikeringkan, atau menanamnya pada tanah yang ditinggikan. Drainase yang baik sangat perlu untukmemperoleh hasil yang tinggi. Tanah yang baik untuk tanaman jeruk yaitu bila berasal dari endapan yang subur, cukup dalam dan tidak beragam. Walaupun tanaman jeruk bisa ditanam ditanah berat, tetapi lebih baik bila ditanam di tanah ringan sampai sedang, yang erasi (peredaran udara) cukup baik, gembur, cukup dalam, air bisa merembes, dan cukup bahan organik.
Sinar matahari memiliki peranan penting dalam kehidupan tanaman jeruk. Tanaman jeruk memerlukan sinar matahari yang penuh, bila terlindung akan berkurang produksinya. Tanaman jeruk bisa menghasilkan buah yang lumayan bila memperoleh sejumlah panas tertentu. Jeruk manis Navel dan Valencia memerlukan jumlah panas yang sedang; jeruk peras grape fruit memerlukan jumlah panas yang tinggi; jeruk Eureka dan Lisbon (kultivar lemon) memerlukan jumlah panas yang rendah.
Di daerah subtropis, tanaman jeruk manis pada umumnya di tanam di daerah yang lebih rendah. Seagai contoh di daerah California, jeruk di tanam di daerah dengan ketinggian kurang dari 700 m, di Spanyol kurang dari 250 m, sedangkan di Indonesia banyak di tanam di daerah yang tinggi, misalnya di daerah Kabanjahe, Ngablak, Tawangmangu yang ketingginnya lebih dari 1000 m.
Air merupakan salah satu faktor yang sangat penting untuk pertumbuhan tanaman jeruk manis, pembentukan buah, fotosintesis, dan lain lain. Air sebagai komponen semua jaringan tanaman. KAndungan air pada daun dan tunas sekitar 50% – 70%, pada buah lebih kurang 85%, dan pada akar kira-kira 60% - 85%. Air melarutkan unsur hara dan membawanya ke seluruh tubuh tanaman.Selain itu air diperlukan untuk memelihara turgor tanaman, mengatur kedaan panas tanaman, dan berperan serta dalam pembentukan tubuh tanaman dan aktivitas kehidupan sel-sel dalam semua jaringan tanaman.
Curah hujan sekurang-kurangnya 700 mm tiap tahun, yang baik bila merata. Walaupun curah hujan 1.250 – 1.850 mm tetapi kalau turunnya tidak merata, maka perlu adanya tambahan pengairan. Bila hujan terlalu banyak mungkin juga akan timbul penyakit (misalnya jamur upas), atau tergenang terlalu lama sehingga tanaman dapat mati.
Kebun jeruk yang sering dilanda angin yang cukup besar, perlu ditanami tanaman penahan angin. Angin dengan kecepatan 24 – 32 km per jam menyebabkan buah jeruk seperti tergores; kecepatan 40 – 48 km per jam buah akan terguncang-guncang, mungkin juga ada yang rontok; kecepatan 48 – 64 km per jam buah yang masak akan rontok semua. Untuk menghindari hembusan angin, sebaiknya di sekeliling kebun ditanami tanaman penahan angin. Tanaman penahan angin tersebut ditanam terlebih dahulu dari pada tanaman jeruk sehingga dapat melindugi tanaman dari hembusan angin.
Dengan memenuhi sesuai aturan dan beberapa faktor seperti diatas maka diharapkan dapat meningkatkan hasil produksi buah jeruk manis. Sehingga komoditas jeruk manis di Indonesia meningkat dan distribusinya berkembang dengan baik.

3.3 Varietas Jeruk Manis
Jeruk manis dibagi menjadi 4 golongan, yaitu jeruk manis biasa (common orange, blond orange), jeruk manis pusar (navel orange), jeruk manis merah darah (pigmented orange) dan jeruk manis tidak asam (acidless orange).
Varietas jeruk manis cukup banyak, diantaranya jeruk manis nanas, puser, merah data, tidak asam, batu, Hamlin, Shamouti, Tenerife, Thomson, Australia, Brasil, dan Sunkist. Seringkali jeruk manis disebut pula dengan nama daerah asalnya, misalnya jeruk manis batu karena asalnya dari Batu (Pracaya, 2003).
Menurut AKK (1994) jenis-jenis jeruk yang ada di Indonesia cukup banyak, antara lain sebagai berikut :
1. Jenis jeruk manis (Citrus aurantium L.)
2. Jenis jeruk keprok (Citrus reticula Blaco atau Citrus nobilis)
3. Jenis jeruk besar (Citrud maxima Merr, Citrus grandis Osbeck)
4. Jenis jeruk lemon (Citrus limon Linn)
5. Jenis jeruk lime (Citrus aurantifolia Swingle)
6. Jenis jeruk sitrun (Citrus medica Limnaeus)
7. Jenis jeruk grape fruit (Citrus paradisi Mactadijen)
8. Jenis jeruk hybrid.

BAB IV
KESIMPULAN

1. Distribusi jeruk di Indonesia tersebar meliputi: Garut (Jawa Barat), Tawangmangu (Jawa Tengah), Batu dan Pacitan (Jawa Timur), Tejakula (Bali), Selayar (Sulawesi Selatan), Pontianak (Kalimantan Barat) dan Medan (Sumatera Utara).
2. Pertumbuhan, hasil produktivitas dan distribusi jeruk manis dipengaruhi oleh iklim, temperatur, tingkat penyinaran matahari, curah hujan, kelembaban, air dan angin.
3. Jeruk manis tumbuh dan menghasilkan buah dengan baik jika ditanam pada daerah subtropis dengan suhu optimal 250-300C dibandingkan dengan jeruk manis yang ada di daerah tropis.
4. Varietas jeruk manis menurut Pracaya (2003) ada 11 varietas. Sedangkan menurut AKK (1994) ada 8 varietas.

DAFTAR PUSTAKA

http://repository.usu.ac.id/bitstream/123456789/16346/3/Chapter%20II.pdf diakses pada tanggal 15 April 2011. http://sulsel.litbang.deptan.go.id/index.php?option=com_content&view=article&id=168:lahan-untuk-usaha-tani-tanaman-jeruk&catid=45:buletin-volume-i-nomor-i-tahun-2006&Itemid=53 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://health.groups.yahoo.com/group/dokter_umum/message/17633 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://id.wikipedia.org/wiki/Citrus_%C3%97_sinensis diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://id.wikipedia.org/wiki/Jeruk diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://www.epochtimes.co.id/keluarga.php?id=418 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://student-research.umm.ac.id/index.php/dept_of_agribisnis/article/view/1547 diakses pada tanggal 15 April 2011.
http://migroplus.com/brosur/Budidaya%20jeruk.pdf diakses pada tanggal 15 April 2011.

Pengaruh Inokulasi Rhizobium dan Azotobacter chroococcum - Jurnal terjemahan

2011-11-13T05:46:00.000-08:00

BAB I
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Klasifikasi dan Deskripsi dari Azotobacter chroococcum
Kingdom : Bacteria
Filum : Proteobacteria
Kelas : Gammaproteobacteria
Ordo : Pseudomonadales
Famili : Azotobacteraceae
Genus : Azotobacter
Spesies : Azotobacter chroococcum
Deskripsi :
Azotobacter adalah bakteri aerobik, mikroba tanah yang hidup bebas yang memainkan peran penting dalam siklus nitrogen di alam, mengikat nitrogen atmosfer, yang tidak bisa diakses untuk tanaman, dan melepaskannya dalam bentuk ion amonium dalam tanah. Selain sebagai model organisme, digunakan oleh manusia untuk produksi pupuk hayati, makanan tambahan dan beberapa biopolimer. Azotobacter adalah bakteri Gram-negatif, mereka ditemukan di tanah netral dan alkali, dalam air dan dalam hubungannya dengan beberapa tanaman.

Klasifikasi dan Deskripsi dari Bacillus megaterium
Kingdom : Bacteria
Filum : Firmicutes
Kelas : Bacilli
Ordo : Bacillales
Famili : Bacillaceae
Genus : Bacillus
Species : Bacillus megaterium
Deskripsi :
Bacillus megaterium adalah bakteri berbentuk batang, gram-positif, membentuk endospora, spesies bakteri digunakan sebagai inokulan tanah di pertanian dan hortikultura. Bacillus megaterium mampu bertahan dalam beberapa kondisi ekstrim. Apabila terdapat kondisi yang menguntungkan, spora dapat bertahan.

1.2 Rumusan Masalah
1. Apakah efek dari inokulasi Rhizobium dengan penambahan Azotobacter Chroococcum dan Bacillus megaterium pada pertumbuhan vegetatif buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat?
2. Apakah efek dari strain bakteri pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat?
3. Apakah efek dari strain bakteri pada jumlah total bakteri, fungi, dan actinomycetes buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada 2 musim panas tahun 2007 dan 2008?
4. Apakah efek dari strain bakteri pada hasil dan parameter buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
5. Apakah efek dari strain bakteri pada karakteristik polong dan kandungan kimia buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
6. Apakah efek dari strain bakteri pada kandungan N, P, K polong dan daun buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008?
1.3 Tujuan
1. Mengetahui efek dari inokulasi Rhizobium dengan penambahan Azotobacter Chroococcum dan Bacillus megaterium pada pertumbuhan vegetatif buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat.
2. Mengetahui efek dari strain bakteri pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada tanah liat.
3. Mengetahui efek dari strain bakteri pada jumlah total bakteri, fungi, dan actinomycetes buncis (cv. Bronco dan Paulista) pada 2 musim panas tahun 2007 dan 2008.
4. Mengetahui efek dari strain bakteri pada hasil dan parameter buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.
5. Mengetahui efek dari strain bakteri pada karakteristik polong dan kandungan kimia buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.
6. Mengetahui efek dari strain bakteri pada kandungan N, P, K polong dan daun buncis (cv. Bronco dan Paulista) selama tahun 2007 dan 2008.

1.4 Bahan dan Alat
Bahan dan Alat yang digunakan adalah:
1. 2 cultivar buncis, yang bernama Bronco dan Paulista
2. Rhizobium leguminosarium biovar phaseoli “ARC301”
3. Azotobacter chroococcum “AZ1”
4. Bacillus megaterium var phosphaticum “BM3”
5. NPK
6. Tanah liat
7. Lem Arab 40%
8. Thin film
9. Yeast extract mannitol untuk Rhizobium
10. Modif Ashby untuk Azotobacter
11. Bunt dan Rovira untuk Bacillus megaterium
12. Suplement vermikulit 10% tanah gambut
13. Kantong polietilen
14. Gamma irradiation (5.0 x 108 rads)
15. Air

1.5 METODE PENELITIAN

Penelitian ini dilakukan selama 2 musim panas pada tahun 2007 dan 2008 di Laboratorium Penelitian, Fakultas Pertanian, Universitas kairo, Giza, untuk mempelajari respons dari 2 jenis buncis (Phaseolus vulgaris L.), dengan varietas Bronco dan Paulista untuk diinokulasi dengan Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli “ARC301” Azotobacter chrococcum “AZ1” dan Bacillus megaterium var. phosphaticium “BM3”.
Sebelum melakukan penelitian lebih lanjut, maka peneliti melakukan uji fisika kimia tanah untuk melihat jenis tanah, kelembaban, kandungan hara dan pH tanah yang sangat berpengaruh terhadap pertumbuhan bakteri tanah.

Berdasarkan tabel di atas, menjelaskan bahwa tanah di daerah Mesir atau yang digunakan penelitian termasuk jenis tanah lempung yang kaya akan unsur makroelemen N, P, dan K dengan pH tanah 7.6 termasuk basa. Sifat fisika dan kimia tanah yang diuji cobakan (table 1) ditetapkan menurut metode Jackson (1985).
Biji buncis ditaburkan pada 5 Maret dalam 2 musim. Sebelum penaburan, biji dilapisi dengan Rhizobium leguminosarum biovar “ARC301” dan dua strain bakteri lainnya dilapisi dengan lem Arab 40% dengan ketebalan setipis lapisan film yang biasa untuk melapisi. Penelitian ini disusun menggunakan rancangan acak dengan 3 kali ulangan, dimana 2 kultivar buncis diletakkan pada plot utama, dan 6 macam biofertilisasi secara acak diletakkan pada plot sub utama. Penelitian ini mencakup 12 perlakuan dengan berbagai kombinasi dari jenis buncis, strain bakteri dan pupuk NPK.
Strain bakteri Rhizobium leguminosarum biovar Phaseoli (ARC 301), Azotobacter chrococcum (AZ1) dan Bacillus megaterium var. phosphatecium (BM3) disediakan oleh Dept. Mikrobiologi; Institut Penelitian tanah, air dan lingkungan , ARC di Giza, Mesir. Menggunakan tiga media cair yang berbeda yaitu ekstrak manitol kapang pada Rhizobium (Vincent, 1970), media ashby yang dimodifikasi untuk Azotobacter (Hegazy dan Naimela, 1976) dan Bunt & Rovira untuk Bacillus megaterium (Bunt dan Rovira, 1955). Masing – masing bakteri ditumbuhkan pada medium yang sesuai dan diinkubasi pada 280C dalam 3 hari sampai fase log awal.
Kemudian langkah selanjutnya adalah persiapan media penanaman. Dengan komposisi verniculite disuplemen dengan 10% tanah gambut yang dimasukkan ke dalam plastic polyethilen (300 gram carrier per bungkus), kemudian dilapisi dengan suatu lapisan kemudian disterilisasi dengan penyinaran sinar gamma (5.08 x 108 rads).
Kemudian setelah media tanam steril, kultur bakteri diinjeksikan pada vermiculite steril untuk memenuhi 60% kapasitas air, jumlah inokulasi yang digunakan sebesar 300 gram inokulasi per feddan untuk masing-masing mikroorganisme (50% untuk inokulasi biji dan 15 hari setelah penanaman).
Inokulasi mikroba dilakukan 2 kali, yang pertama pada saat pelapisan biji dan setelah 15 hari penanaman. Setelah 15 hari tanam, maka tanaman buncis sudah terlihat tumbuh, saatnya peneliti memindahkan ke plot utama. Plot yang disediakan seluas 13m3, terdiri 5 baris (4m panjang dan 65 cm). Tanaman yang ditanam dari polyethylene, diambil beserta tanahnya kemudian ditanam ke tiap baris di plot tersebut sejumlah 3-5 tanaman. Sepuluh hari setelah penanaman, tanaman direnggangkan dengan cara menimbun 2 tanaman per baris tersebut sehingga hanya tersisa 3 tanaman saja per baris atau gundukan itu. Satu baris yang dikhususkan untuk sampel pertumbuhan vegetatif, dua baris digunakan untuk menghasilkan hasil basah, sedangkan sisanya dua baris digunakan untuk menentukan hasil kering. Sebuah baris kosong yang tersisa sebagai penjaga garis antara setiap dua petak.

Perlakuan kombinasi ini mengikuti :
1. Tanaman tanpa perlakuan
2. Tanaman dengan kadar NPK yang dianjurkan dan tanpa biofertilisasi
3. Tanaman yang diinokulasi Rhizobium leguminosarium biovar phaseoli “ARC301” (Rh)
4. Tanaman yang diinokulasi dengan Azotobacter chrococcum “AZ1”
5. Tanaman yang diinokulasi dengan Rhizobium Rh + Bacillus megaterium “BM3”
6. Tanaman yang diinokulasi dengan Rh+AZ1+BM3

Empat perlakuan terakhir yang diterima hanya 25% dari dosis NPK yang dianjurkan, sementara dua perlakuan lainnya yang dianggap sebagai kontrol.
Lima tanaman dari setiap plot diambil secara acak setelah 60 hari penanaman untuk menentukan panjang tanaman, berat basah dan kering serta jumlah cabang / tanaman, jumlah bintil akar dan berat kering. Konsentrasi klorofil daun tercatat (pada awal pembungaan) oleh A minolata klorofil-meter SPDAD-, model SPAD 502 (Yadava, 1986).
Selain bakteri juga terdapat, Actynomycetes dan jamur yang diperkirakan pada 2 musim dalam sampel tanah rhizosphere menurut Wollum (1982). Aktivitas nitrogen diukur sebagai pengujian reduksi acetylene (ARA) menurut metode yang dijelaskan oleh Hardy et al. (1973).
Polong dipanen pada tahap kematangan yang berwarna hijau di interval tiap 7 hari, kemudian dihitung dan ditimbang karakter berikut:
1. Berat dan jumlah polong per tanaman hijau diukur pada sepuluh tanaman yang diambil secara acak dari setiap plot selama setiap kali pemanenan.
2. Berat polong hijau dari pemanenan pertama dan kedua diambil dari setiap plot dicatat, maka produksi rata-rata polong hijau / makan, dihitung dan dianggap sebagai hasil awal per feddan.
3. Berat polong hijau diambil selama semua masa pemanenan polong hijau / makan, dihitung dan dianggap sebagai hasil total per feddan.
4. Pada akhir panen, polong kering dari dua baris yang dikhususkan untuk hasil kering dari setiap plot dikumpulkan setelah 100 hari sejak disemai, biji buncis lalu keringkan dipisahkan dan ditimbang untuk menentukan hasil kering per feddan.
5. Sepuluh polong hijau diambil secara acak pada panen ketiga dari setiap plot percobaan untuk mengukur berat rata-rata polong (g), panjang polong (cm) dan lebar polong (mm).

Seratus gram berat segar daun dan polong, yang diperoleh dari tiga pabrik diambil secara acak dari masing-masing plot eksperimental pada panen ketiga, yang oven-dikeringkan pada 70o C hingga berat konstan, sampel kering dibawa untuk diukur N, P dan K dalam daun dan polong serta bahan polong kering, protein, karbohidrat total dan serat kasar menurut (Huphries 1956; Taussky dan Shorr 1952; Lilliand 1964; Stewart 1989 dan metode AOAC 1980).
Analisis statistik data yang diperoleh dilakukan melalui analisis varians menurut Snedecor dan Cochran (1980). Sebagai perbandingan cara diantaranya, LSD pada 0,05 dihitung.

BAB II
PEMBAHASAN

Hasil dan Pembahasan
3.1 Pertumbuhan Vegetatif
3.2 Bintil Akar dan Fiksasi Nitrogen
Tabel 3. Efek dari inokulasi Rhiobium yang dikombinasikan dengan Azotobacter chroococcum dan Bacillus megaterium var phosphaticum pada bintil akar dan fiksasi N2 buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Dapat kita lihat pada tabel 3, diketahui bahwa inokulasi Rhizobium menunjukkan peningkatan hasil pada jumlah dan berat kering dari bintil akar dan aktivitas fiksasi nitrogen jika dibandingkan dengan yang tanpa perlakuan inokulasi. Terlepas dari kultivar dan musim, inokulasi Rhizobium dan Azotobacter atau Bacillus megaterium var phosphaticum atau jika ketiga bakteri tersebut dikombinasikan bersama-sama, dapat meningkatkan bintil akar dan fiksasi nitrogen tanaman buncis. Pada umumnya, data yang tercatat pada musim kedua lebih tinggi dari pada musim pertama. Hasil ini selaras dengan yang diperoleh oleh Abdel Fattah dan Arisha (2000) dan Ravindar dan Chandra (2008), yang melaporkan bahwa, campuran inokulasi Rhizobium dan bakteri penambat N2 udara atau bakteri yang melarutkan fosfat meningkat bintil akar dan fiksasi N2 dari tanaman polongan.

3.3 Status Mikroba
Tabel 4. Efek dari inokulasi Rhizobium yang dikombinasi dengan Azotobacter chroococcum dan Bacillus megaterium var phosphaticum pada jumlah total bakteri, fungi dan actinomycetes buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Dapat kita lihat pada tabel 4 bahwa perlakuan dengan dosis yang dianjurkan untuk pemakaian NPK memiliki efek negatif terhadap mikroorganisme rizosfir (RMO). Perlakuan tersebut mencetak angka yang terendah dari jumlah total bakteri, fungi dan actinomycetes jika dibandingkan dengan perlakuan inokulasi lainnya. Hal yang sama juga dapat kita lihat pada kedua musim, inokulasi dengan Rhizobium sendiri atau dicampur dengan Azotobacter atau Bacillus meganterium var phosphaticum memberikan jumlah yang lebih pada total bakteri, fungi dan actinomycetes jika dibandingkan dengan yang tidak diinokulasi. Terlepas dari kultivar dan musim, inokulasi ketiganya memberikan jumlah yang lebih dari RMO jika dibandingkan dengan yang lain. Hasil yang sama diperoleh pada kedua musim untuk kedua kultivar. Hasil ini sama dengan pendapat Mona Ragab (2006) dan Ashrafuzzaman (2009). Mereka melaporkan bahwa inokulasi dengan rhizobakteria pada pertumbuhan tanaman (Azotobacter, meganterium Bacillus, Rhizobium) dapat merangsang munculnya populasi mikroorganisme rizosfer (RMO) dan meningkatkan jumlah mereka lebih dari 50% pada akhir percobaan dibandingkan dengan jumlah sebelum penanaman.

3.4 Hasil dan Komponennya
Tabel 5. Efek dari stain bakteri pada hasil dan parameter kultivar buncis selama tahun 2007 dan 2008.

Data yang terlihat pada tabel 5 menunjukkan bahwa hasil polong per tanaman dari cv. Paulista lebih tinggi dari pada cv. Bronco, sedangkan untuk hasil atau parameter yang lainnya cv. Bronco lebih tinggi dari pada cv. Paulista. Sebagai contoh cv. Bronco melebihi cv. Paulista pada awal dan total hasil per feddan hijau. Hal yang sama juga, pada hasil kering per feddan menunjukkan kecenderungan yang sama.
Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 5 terdapat perbedaan antara inokulasi bakteri untuk semua sifat dari hasil dan komponennya. Tanaman yang diinokulasi dengan Rhizobium + B. megaterium + 25% NPK, menghasilkan nilai lebih tinggi pada hasil tanaman, awal dan total hasil per feddan serta hasil kering. Di sisi lain, Rhizobium + Azotobacter Chroococcum + Bacillus megaterium + 25% NPK berpengaruh meningkatkan hasil tanaman, sama baiknya dengan hasil kering dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi dan hampir sama dengan perlakuan dengan 100% NPK. Selanjutnya interaksi antara cultivar dan inokulasi bakteri, dengan perlakuan Rhizobium + B. Megaterium + 25% NPK, diikuti dengan perlakuan Rhizobium + Azotobacter + Bacillus + 25% NPK untuk cv. Bronco menunjukkan peningkatan pada hasil tanaman, awal dan hasil total hijau sebanding dengan berat kering. Hal yang sama juga terdapat pada perlakuan NPK 100% atau Rhizobium + Azotobacter + 25% NPK menyebabkan hasil yang lebih pada hasil tanaman dan berat kering. Sementara itu, pada cv. Paulista, tanaman yang menerima perlakuan Rhizobium + Bacillus +25% NPK menghasilkan nilai tertinggi dari hasil tanaman dan hasil kering. Hal yang sama juga terjadi pada perlakuan Rhizobium + Azotobacter + Bacillus + 25% NPK diikuti dengan perlakuan 100% NPK (tanpa bakteri Rhizobium) dapat meningkatkan hasil kering dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Peningkatan hasil total dan berat kering mungkin disebabkan oleh efek yang menguntungkan inokulasi dari rhizobacterin. Kesimpulan serupa sebelumnya dilaporkan oleh Aryal (2003) yang menemukan bahwa secara umum kacang-kacangan dapat memenuhi kebutuhan nitrogen tanaman dengan simbiosis-fiksasi N2. Persentase N berasal dari atmosfer lapangan tumbuh dengan P. vugaris antara 38% dan 68%. Di sisi lain, mikanova (1995) dan Ismail (2002) mengungkapkan bahwa peningkatan hasil panen kacang dengan menggunakan inokulasi pelarut fosfat, dalam ketiadaan pupuk ke tingkat yang serupa diperoleh 45 kg P / ha saja. Hasil yang diperoleh berada dalam harmoni dengan yang dilaporkan oleh Abd El-Fattah dan Arisha (2000) dan Shehata et. al. (2007).

3.5. Karakter Polong Hijau

Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 6 cv Bronco. lebih tinggi daripada cv. Paulista pada karakter berat polong dan berat kering, karbohidrat dan kandungan serat pada kedua musim tersebut. Tidak ada perbedaan mencolok antara dua kultivar buncis pada panjang polong serta persentase protein.
Perbedaan signifikan terjadi antara inokulum bakteri untuk semua karakter dari polong buncis. Perlakuan Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK, Rhizobium + NPK 25% Bacillus megaterium atau NPK 100% menyebabkan nilai tertinggi karakter polong buncis di kedua musim.
Dalam cv. Bronco, perlakuan dari Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK, NPK 25%, Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium dan NPK 100% meningkat secara signifikan pada bobot polong dan panjang tanaman dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Sementara itu, di cv. Paulista perlakuan dari Rh + BM3 25% menyebabkan berat polong dan panjang tertinggi. Tidak ada perbedaan yang luar biasa antara perlakuan pada kedua kultivar di karakter lebar polong. Selain itu, perlakuan dengan Rhizobium + Rhizobacterin +25% NPK berpengaruh nyata meningkatkan berat bahan kering polong, charbohydrates protein dan serat (melebihi atau kurang lebih sama dengan 100% NPK) di kedua kultivar dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi.
Hasil ini telah dilaporkan oleh El-Sayed (1990) orang yang menemukan perbedaan secara umum antara beberapa kultivar buncis mengenai kadar gula, serat, dan kadar protein. Demikian pula, Singer et al. (1996) menyebutkan bahwa campuran tiga biofertilizers. Secara umum, memberikan pengaruh fisik tertinggi pada buncis, bahkan dengan tingkat yang berbeda dari aplikasi NPK. Selain itu, peneliti lain menunjukkan pengaruh positif dari Rhizobium dan Azospirillum dalam buncis (Singer et al 2000;. Shehata et al, 2007.).

3.6 Daun dan Kandungan Polong dari N, P dan K

Sebagaimana ditunjukkan dalam tabel 7 tanaman dari cv. Paulista lebih besar daripada cv. Bronco, pada kadar N dan K daun serta terdapat kandungan N, P dan K pada polong, sebaliknya, daunnya benar mengandung P.
Sementara itu, tidak ada perbedaan yang luar biasa antara dua kultivar buncis berdasarkan daun dan kandungan N, P dan K polong. Pada perlakuan rhizobacterin, perlakuan dari Rhizobium + NPK 25% Bacillus megaterium diikuti oleh Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK meningkatkan secara signifikan kadar N dan K daun, sama halnya dengan kandungan polong N dan P dibandingkan dengan kontrol yang tidak diinokulasi.
Di sisi lain, tanaman diperlakukan dengan Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK menghasilkan nilai tertinggi polong mengandung K dibandingkan dengan kontrol tanpa inokulasi atau perlakuan NPK 100%.
Mengenai interaksi, jelas bahwa dalam cv. Bronco tidak ada perbedaan nyata kadar N atau P pada daun, sedangkan perlakuan Rhizobium + Bacillus megaterium +25% NPK atau Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% kandungan NPK meningkatkan secara signifikan, polong mengandung N, P, dan K sama halnya dengan kandungan K pada daun.
Dalam cv. Paulista, tanaman diperlakukan dengan Rh + BM3 +25% NPK atau Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium +25% NPK meningkatkan daun dan kandungan polong dari N, P dan K secara signifikan di kedua musim dibandingkan dengan kontrol yang tanpa inokulasi.
Hasil ini telah dilaporkan oleh Aryal et al. (2003) dan Shehata et al (2007) yang melaporkan bahwa inokulasi buncis dengan biakan - Azospirillum atau jamur mikoriza arbuskula (AMF) meningkatkan kandungan N pada daun dan komposisi kimia polong selain untuk meningkatkan serapan hara, efek positif dari inokulasi berakibat pada karakter hasil dan polong dapat dijelaskan oleh peningkatan percabangan akar dan pertumbuhan akar.
Efek-efek positif bagi pertumbuhan akar dikenal untuk meningkatkan efisiensi serapan mineral dan air, dan berdampak pada produksi protein dan aktivitas hormon di dalam tanaman yang diinokulasi.(Hamaoui et al 2001.). Selain itu, efek positif dari penyerapan fosfor oleh tanaman kacang-kacangan meningkat sebagai hasil dari inoculatin dengan okadine + rhizobacterin pada pertumbuhan vegetatif mungkin karena efek menguntungkan unsur P terhadap aktivasi fotosintesis dan proses metabolisme senyawa organik pada tanaman dan karenanya meningkatkan pertumbuhan tanaman (Gardener et al, 1985.). Juga, efek meningkatkan penyerapan nitrogen terhadap pertumbuhan tanaman mungkin disebabkan efek positif dari unsur N pada pengaktifan fotosintesis dan proses metabolisme senyawa organik dalam tanaman yang dapat mendorong pertumbuhan vegetatif tanaman, yang mengarahkan efek langsung terhadap hasil (El-Seifi et al., 2004).

KESIMPULAN

 Cv. Paulista lebih tinggi dibandingkan cv. Bronco pada pertumbuhan vegetatif dan nilai tertinggi adalah menggunakan inokulasi Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium.
 Inokulasi menggunakan Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium memiliki nilai tertinggi untuk semua karakter pada nodulasi dan fiksasi nitrogen.
 Di kedua musim, inokulasi dengan campuran bakteri memberikan nilai lebih banyak pada jumlah bakteri, fungi dan aktinomycetes.
 Inokulasi dengan Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi untuk semua karakter pada parameter hasil.
 Inokulasi dengan Rhizobium dikombinasikan dengan Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi pada karakter polongan hijau di kedua musim.
 Perlakuan menggunakan Rhizobium + Bacillus megaterium meningkatkan pada kandungan N dan K daun sebanding dengan kandungan N dan P polongan, Rhizobium + Azotobacter chroococcum + Bacillus megaterium menghasilkan nilai tertinggi pada kandungan P daun di kedua musim dan perlakuan dengan Rhizobium + Bacillus megaterium memberikan nilai tertinggi pada kandungan K polongan.

Edible vaksin yang berasal dari buah: cara alami untuk vaksinasi

2011-11-13T05:38:00.002-08:00

Edible vaksin yang berasal dari buah: cara alami untuk vaksinasi

Abstrak: vaksin adalah persiapan biologis yang digunakan untuk membuat atau meningkatkan kekebalan terhadap penyakit tertentu. Vaksin-vaksin tradisional umumnya digunakan untuk persiapan mikrosoma yang dapat berbahaya dan tidak dapat ditoleransi oleh bayi kecil untuk divaksinasi. Untuk mengatasi masalah seperti itu. Fruit Drug Delivery System diperkenalkan, dimana vaksinasi dilakukan dengan buah yang disintesis bahan antigenik yang menyediakan imunisasi oleh pasien yang divaksinasi. Sistem ini memiliki keuntungan yang sangat banyak daripada vaksin tradisional yaitu sebagai buah yang enak, cara alami vaksinasi. Ini adalah juga disebut sebagai vaksin subunit. Biasanya untuk membuat vaksin subunit, gen untuk salah satu protein digunakan untuk salah satu agen menular, seperti bakteri & virus, diproduksi di sistem lain. Tanaman tersebut menunjukkan sintesis dari protein di dalam buah. Protein yang ditargetkan untuk digunakan dalam vaksin subunit adalah antigen, yang dapat dianggap sebagai struktur molekuler patogen. Dalam virus, antigen biasanya protein yang muncul di permukaan virus & dikenal dengan baik oleh sistem kekebalan tubuh. Jika manusia terkena antigen, mereka mengenalinya sebagai molekul asing & mengembangkan respon kekebalan terhadap itu, jika terkena pada bakteri atau virus yang nyata; sistem mereka dapat menjaga pengaruh yang efektif & protektif. Buah dapat dimakan sangat efektif sebagai sarana pendistribusian untuk mendorong imunisasi secara oral, adjuvant untuk respon kekebalan tubuh tidak perlu, keselamatan yang sangat baik dan kelayakan ekonomi oral dibandingkan dengan injeksi adalah beberapa keunggulan dibandingkan dengan vaksin ampuh tradisional.
Kata kunci: Buah, Vaksinasi, tanaman transgenik, edible vaksin, Antigen ekspresi.

1. Pendahuluan
Sebuah vaksin adalah persiapan biologis yang meningkatkan kekebalan terhadap penyakit tertentu. Vaksin biasanya berisi agen yang menyerupai mikroorganisme penyebab penyakit, dan sering dibuat dengan melemahkan atau mikroba yang dimatikan. Agen merangsang sistem kekebalan tubuh yang dapat mengenali agen asing, menghancurkannya, dan "mengingatnya", sehingga sistem kekebalan tubuh dapat lebih mudah mengenali dan menghancurkan salah satu mikroorganisme yang nanti ketika ada bertemu. Vaksinasi adalah pemberian dari bahan antigenik (vaksin) untuk menghasilkan imunitas terhadap suatu penyakit. Vaksin dapat mencegah atau memperbaiki dampak dari infeksi oleh patogen.
Salah satu dari strategi-strategi baru yang paling menjanjikan untuk produksi dan pemberian secara oral vaksin antigen adalah tanaman edible transgenik dengan menggunakan metode biologi molekular, genetik tanaman dapat dengan mudah
memperkenalkan gen dari bunga menjadi tanaman dimana mereka diekspresikan secara stabil dalam jaringan tanaman, termasuk bagian yang dimakan. Gen menyandi putatively pelindung vaksin antigen dari virus, bakteri, dan parasit
patogen yang menyebabkan penyakit pada manusia dan hewan.Vaksin dapat disampaikan oleh konsumsi dari dimakan bagian dari tanaman transgenik, atau hasil tinggi produksi protein murni untuk oral.Gunakan tanaman transgenik dapat digunakan sebagai bioreaktor untuk produksi skala besar, tinggi menghasilkan protein murni untuk lisan.Dalam biologi, di sisi lain, buah adalah bagian dari
berbunga tanaman yang berasal dari jaringan tertentu dari bunga, terutama sebuah ovary.Transgenic tanaman tunggal menyajikan sebuah sistem baru untuk produksi dan lisan pengiriman vaksin antigen. Produksi protein antigen dalam tanaman pangan secara substansial lebih murah daripada produksi bakteri, sel jamur, serangga, ataukultur sel mamalia. Edible tanaman sendiri bisa juga berfungsi sebagai system.In pengiriman vaksin oral luas syarat, buah adalah struktur dari pabrik yang berisi perusahaan
seeds1.

2. Keuntungan buah berasal vaksin:
1. Kemudahan administrasi.
2. Hilangkan kekhawatiran tentang transmisi manusia
dan hewan patogen oleh vaksin.
3. Mengurangi kebutuhan untuk tenaga medis terlatih untuk
mengelola vaksin.
4. Hapus kebutuhan untuk jarum suntik.
5.Convenience dan keamanan dalam menyimpan dan pengangkutan
vaksin.
6. Pengiriman beberapa antigen.
7. Kemungkinan produksi vaksin dengan biaya rendah.
8. Adjuvant untuk respon kekebalan tubuh tidak perlu.
9. Excellent keselamatan dan kelayakan ekonomi dari lisan
administrasi dibandingkan dengan injeksi.
10. Mudah untuk pemisahan dan pemurnian vaksin
dari bahan tanaman.
11. Enhanced kepatuhan. (Terutama pada anak-anak)
12. Panas yang stabil, menghilangkan kebutuhan untuk refrigeration2.

3.Procedure untuk pengembangan buah berasal
vaksin:
DNA asing dapat transiently dinyatakan oleh infeksi tanaman rentan dengan rekombinan pengkodean virus DNA asing. Gen-gen asing dapat dinyatakan secara stabil dengan mengintegrasikan DNA asing ke
genom nuklir tanaman atau ke dalam lingkaran genom kloroplas hadir dalam beberapa salinan. Kloroplas proses scan protein eukariotik, dengan benar lipat dan pembentukan jembatan disulfida. Teknik molekuler yang digunakan untuk membangun pabrik yang diturunkan dari vaccines3.

4. Contoh buah vaksin berasal:
1. Vaksin-vaksin prototipe pertama yang diturunkan dari tanaman yang dikembangkan dalam tembakau karena kemudahan transformasi dan regenerasi tanaman ini.
2. Sebuah vaksin transgenik kentang
Hal ini direkayasa untuk mengekspresikan kolera toksin subunit B (CT-B), analog dengan LTB erat terkait, yang disebabkan baik serum, dan antibodi anti-CT-B usus setelah diberi makan pada tikus dalam empat dosis. Antibodi ini menetralisir efek cytopathic CT pada sel Vero. Ketika ditantang dengan injeksi intra-ileum dari CT, yang tikus diimunisasi mengalami penurunan 60% dalam cairan diare akumulasi dibandingkan dengan tikus kontrol potatoes4 makan.

3. Demam tipus vaksin dari polisakarida buah
4. Tanaman pangan yang diturunkan dari vaksin untuk melawan hepatitis B
virus.
Virus hepatitis B menular merupakan 42 nm bulat double-dikupas partikel. Namun, analisis darah dari carrier virus hepatitis B mengungkapkan kehadiran partikel yang lebih kecil 22 nm yang terdiri dari virus envelope protein permukaan. Partikel ini
sangat imunogenik dan telah digunakan dalam desain vaksin virus hepatitis B yang dihasilkan dalam ragi. Atas ekspresi dalam ragi, ini diproduksi di ragi. Atas
ekspresi dalam ragi, protein ini membentuk mirip virus partikel yang digunakan untuk imunisasi parenteral. Oleh karena itu, fragmen DNA encoding hepatitis B
antigen permukaan virus diperkenalkan ke LBA4404 tumerifacience Agrobacterium dan digunakan untuk memperoleh transgenik lupin (luteus Lupinus L.) dan daun selada (Lactuca sativa L.) cv. Burpee Bibb mengekspresikan amplop protein permukaan. Tikus yang makan lupin jaringan transgenik dikembangkan tingkat signifikan hepatitis B virus antibodi spesifik. Manusia relawan, makan dengan tanaman selada transgenik mengekspresikan surfaceantigen virus hepatitis B, yang dikembangkan IgG spesifik serum-respon terhadap tanaman yang dihasilkan protein.

5. Tanaman yang berasal dari vaksin terhadap penyakit diare.
5.1. ETEC.
Pabrik yang diturunkan pertama vaksin ETEC didasarkan pada sangat panas enterotoksin labil imunogenik (LT) E. coli. toksin ini terdiri dari sebuah enzimatis aktif-A subunit dengan aktivitas transferase ADP ribosyl terkait dengan lima subunit mengikat imunogenik, ditunjuk LT-B. LT-B mengikat ke ganglioside GM1 hadir pada permukaan sel epitel. Antibodi untuk LTB disebabkan oleh vaksin dapat mengganggu pengikatan toksin untuk target sehingga melindungi terhadap diare, dan pada kenyataannya, respon kebal terhadap LT-B menawarkan jangka pendek perlindungan terhadap infeksi dengan Ltproducing E.coli5.
5.2 kentang transgenik mengekspresikan LT-B
Haq et al. ditransfer pengkodean gen LT-B melalui A. fumefaciens menjadi tanaman tembakau dan kentang dan diberi makan ini daun tembakau dan kentang untuk tikus. The plantderived LT-B dirakit menjadi struktur pentameric dan terikat untuk ganglioside, seperti bakteri yang diturunkan dari LT-B. Tikus yang banyak dikonsumsi 5 g-dosis ini kentang dikembangkan IgG serum dan mukosa IgA anti-
LT-B, tanggapan yang sama dengan hewan diimunisasi dengan dosis 20 _g dari dimurnikan LT-B disajikan dalam bakteri. Dalam studi berikutnya, tikus makan
tiga mingguan dosis 5 g jaringan umbi mengandung baik 20 atau 50_g dari LT-B, memiliki tingkat lebih tinggi serum dan mukosa anti-LT-B gavaged dibandingkan dengan 5 _g dari [LT-B bakteri. tikus Divaksinasi ditantang dengan 25 _g dari LT sepenuhnya toxinogenic untuk menilai vaksin kemanjuran. Meskipun tidak ada tikus divaksinasi adalah sepenuhnya dilindungi, vaksin yang diturunkan dari kentang memberikan pengurangan yang signifikan dalam sekresi usus. Mencit kontrol diberi makan kentang non-berubah, dikembangkan tidak ada antibodi, dan tidak ada pengurangan sekresi dalam paten assay6 mouse.

==Ncuz==
5.3. Jagung transgenik mengekspresikan LT-B
jagung transgenik murah untuk menghasilkan dan dapat ditingkatkan cepat, dengan jagung generasi umur 3-4 bulan. Protein jagung yang dapat mengekspresikan pada tingkat tertinggi sampai 10 mg / g sel kuman jagung, dan ekspresi protein sangat mirip dengan sumber asli protein. Antigen diekspresikan dalam jagung transgenik adalah stabil, dan produk dari kloning gen dapat berkonsentrasi tinggi dan homogen dalam kuman jagung. Streatfield et al. mengembangkan prototipe transgenik jagung mengandung pengkodean gen LT-B.
Vaksin jagung transgenik diformulasikan sebagai tepung jagung rendah lemak, disiapkan oleh standar komersial pengolahan teknik, dengan seragam ukuran partikel dan campuran homogen dari LT-B di dalam vaksin. Dalam studi praklinis pada tikus, tepung jagung transgenik merangsang respon serum IgG dan respon IgA fecal. Tikus memakan LT-B jagung, namun bukan jagung kontrol, yang dilindungi dari LT menginduksi sekresi usus. Perlindungan ditimbulkan oleh jagung LT-B adalah serupa dengan yang ditimbulkan oleh jumlah setara dari pemurnian bakteri 1LT-B.

6. Edible vaksin malaria yang menghasilkan buah
Dalam kasus malaria, Wang et al. telah menunjukkan bahwa imunisasi oral tikus dengan rekombinan merozoit protein permukaan (MSP) 4, MSP 4 / 5 dan MSP1, dikelola bersama dengan toksin kolera Nsubunit B (CTB) sebagai adjuvant mukosa, menyebabkan respon antibodi efektif terhadap parasit darah (blood-stage). Untuk
studi tersebut, bagaimanapun, protein diekspresikan dalam E. coli dan perlindungan hanya jelas ketika dosis tinggi antigen diberikan. Apakah pemberian secara oral dari vaksin malaria yang dihasilkan dari tanaman akan mendorong secara signifikan
respon kekebalan pada manusia hal ini tidak pasti. Telah disarankan bahwa tingkat ekspresi antigen dalam tanaman begitu rendah bahwa kuantitas bahan tanaman tidak realistis harus dikonsumsi untuk mencapai arti sesungguhnya dari imunitas.

5.Kesimpulan:
Memanipulasi tanaman pangan biasa menjadi berguna untuk produk farmasi adalah memiliki nilai ekstensi jauh dari obat-obatan kimia tradisional. Praklinis dan studi klinis terdahulu mempelajari vaksin hasil prototipe tanaman telah membuktikan sebuah prinsip bahwa antigen disampaikan dalam tanaman transgenik dapat merangsang respon kekebalan tubuh pada orang dewasa yang sehat tanpa menggunakan buffer atau mukosa adjuvant.

MOTILITAS SPERMATOZOA MENCIT

2011-11-13T05:38:00.001-08:00

MOTILITAS SPERMATOZOA MENCIT

Tujuan :
Mengetahui pengaruh tingkat stres (cahaya) terhadap kecepatan motilitas spermatozoa mencit.

Bahan dan Alat :
- Epididimis mencit (bagian cauda) kontrol maupun yang sudah diberi perlakuan.
- Garam fisiologis
- Cawan petri
- Gelas obyek
- Hand counter
- Gunting dan pinset
- Mikroskop + micrometer (obyektif dan okuler)

Dasar Teori
Spermatogenesis adalah rangkaian peristiwa sitologi yang bertujuan menghasilkan spermatozoa masak dari spermatogonia. Pada mamalia jantan, spermatogenesis berlangsung di dalam tubulus seminiferus testis. Tiga tahap utama yang terjadi dalam spermatogenesis adalah :
1. perbanyakan spermatogonia melalui mitosis (spermatositogenesis)
2. reduksi jumlah kromosom melalui meiosis
3. transformasi sel menjadi spermatozoa yang berstruktur komplek melalui serangkaian perubahan tanpa disertai perubahan sel (spermiogenesis).
Spermatositogenesis merupakan tahap perbanyakan spermatogonia dengan spermatogonia asal mengalami proliferasi menjadi spermatogonium. Spermatogonium akan mengalami pertumbuhan menjadi spermatosit primer. Spermatosit primer yang kemudian mengalami meiosi II membentuk spermatid haploid. Selanjutnya spermatid hapolid mengalami perkembangan lebih lanjut tanpa mengalami perubahan sel (spermiogenesis) menjadi spermatozoa (Hafez, 2000; Weinbauer dan Neischlag, 1993; Guyton dan Hall, 1996).
Spermatogenesis memiliki 3 fase yaitu inisiasi, pemeliharaan dan reinisiasi (Weinbauer dan Neischlag, 1993). Pengendalian aktivitas spermatogenesis pada mamalia melibatkan interaksi hormonal antara hipotalamus hipofisis anterior, sel Leydig, dan sel Sertoli (Ganong, 2003). GnRH bekerja pada hipofisis anterior, memicu sekresi FSH dan LH. FSH bekerja pada sel Sertoli dan bersama-sama androgen memelihara fungsi testis. Inhibin yang dihasilkan oleh sel Sertoli di bawah pengaruh FSH memberikan umpan balik negatif terhadap hipofisis dengan menghambat sekresi FSH (Ganong, 2003). Aktivin memberikan efek positif bagi hipofisis sehingga terajadi peningkatan sekresi FSH. LH bekerja pada sel Leydug yaitu merangsang sekresi testosteron yang akan berpengaruh pada spermatogenesis. Kadar testosteron yang tinggi menyebabkan efek negatif terhadap hipotalamus sehingga menurunkan sekresi LH serta menghambat hipofisis mensekresikan LH sehingga menurunkan kadar testosteron (Weinbauer dan Neischlag, 1993; Turner dan Bagnara, 1988).
Sel Sertoli membentuk lapisan pertahanan yang berupa kapiler-kapiler yang megelilingi tubulus seminiferus untuk mencegah penetrasi dari molekul protein yang mungkin menggangu perkembangan lebih lanjut dari spermatogenesis (Guyton dan Hall, 1996). Sel Sertoli yang berdekatan dihubungkan oleh tight junction yang membentuk blood- testis barrier. Sel Sertoli berfungsi sebagai membran sel, menghasilkan cairan tubulus seminiferus, protein, peptida, protease, steroid, untuk mengontrol proses proliferasi, diferensiasi, dan metabolisme, serta sebagai komponen matrik ekstra seluler,dan sebagai penghasil Androgen Binding Protein (ABP) yang menjaga konsentrasi testosteron tetap tinggi (Jegou dan Sharpe, 1993). Cairan tubulus seminiferus membantu untuk transporatasi spermatozoa ke epididimis (Jegou dan Sharpe, 1993).
Testis merupakan gonad jantan yang berjumlah sepasang dan terletak dalam skrotum, berbentuk bulat lonjong dengan terbungkus kapsul yang terdiri dari dua lapisan yaitu :
(1) tunika vaginalis di sebelah luar yang membentuk kantung testis dan terdiri dari selapis sel
(2) tunika albuginea di sebelah dalam yang terdiri dari jaringan ikat renggang yang mengandung jalinan pembuluh darah (Rugh, 1967; dan Yatim, 1994).

Testis berkembang di dekat ginjal yaitu daerah krista genetalis primitf (Nalbandov, 1990). Testis tersusun dari tubulus seminiferus yang bergelung dengan dindingnya merupakan tempat pembentukan spermatozoa dari sel-sel germinativum primitif. Kapsul di bagian belakang menebal yang disebut mediastinum testis (Ganong, 2003).
Testis berfungsi sebagai tempat berlangsungnya gametogenesis, yaitu proses terbentuknya sel gamet jantan atau spermatogenesis. Selain itu juga berfungsi sebagai tempat berlangsungnya steridogenesis yaitu proses sintesis hormon steroid (androgen) (Van Tienhoven, 1983; Turner dan Bagnara, 1988).

Cara Kerja :
Perlakuan mencit
- Menyiapkan 5 ekor mencit
- 1 ekor mencit tidak diberi perlakuan (kontrol)
- 2 ekor mencit diberi 1 lampu pada kandangnya (dalam kardus)
- 2 ekor mencit yang lain diberi 2 lampu pada kandangnya (dalam kardus)
- Selama kurang lebih 1 bulan pemberian perlakuan mencit dibedah diambil epedidimis bagian caudanya.
Pengambilan epididimis
- Tikus/ Mencit dibunuh dan dipotong bagian ventralnya untuk diambil bagian cauda epididimisnya
- Epididimis dimasukkan ke dalam larutan fisiologis (2 ml) dan dipotong-potong halus sehingga berbentuk sehingga berbentuk suspensi
- Untuk pengamatan motilitas :
 Cairan suspensi epididimis diteteskan pada gelas obyek cekung (1-2 tetes) --- dilihat di mikroskop --- diamati jarak gerakan spermatozoa (μm) setiap detik dan arah/keadaan gerak spermatozoa (sebaliknya dilakukan oleh 2 orang mahasiswa untuk setiap pengamatan motilitas )

Hasil Pengamatan
Berdasarkan percobaan yang kami lakukan didapatkan hasil sebagai berikut :
1. Motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol (μm / s)
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
1 35,51 49,8 17,12 4,9 6,67 19,48 22,32 22,73 17,86 19,23 21,56
2 60 45 30 70 40 30 30 30 40 60 43,5
3 25 26 28 30 30 28 35 28 32 19 28,1
4 10 15 50 30 30 25 50 45 50 50 35,5
Rata - rata 32,17

2. Motilitas spermatozoa pada kelompok perlakuan dengan lampu 1
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
5 35 13 17 20 55 45 25 46 50 15 32,1
6 41 50 41 98 65 40 52 53 47 52 53,9
7 50 39 34 38 40 37 45 47 33 48 41,1
8 30 20 50 50 55 20 30 35 20 35 34,5
9 50 62,5 12,5 17,5 50 37,5 55 57,5 60 20 42,25
10 13 4 27 30 50 45 20 30 14 29 26,2
11 35 17 55 27 56 32 55 20 23 13 33,3
12 32 30 22 70 30 52 36 21 27 42 36,2
Rata - rata 37,44

3. Motilitas spermatozoa pada kelompok perlakuan dengan lampu 2
Kelompok Pengulangan X
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
5 20 30 35 20 25 15 20 15 30 35 24,5
6 27 31 21 25 45 92 25 30 25 17 33,8
7 30 40 45 20 35 25 30 30 25 30 31
8 22 34 10 50 40 30 20 20 25 35 28,6
9 21 11,1 16 18,5 20,5 19 18,5 25 18,5 25 19,31
10 10 5 10 14 5 5 5 10 5 50 11,9
11 24 8 7 50 17 55 30 19 23 31 26,4
12 30 50 30 30 10 20 10 10 20 13 22,3
Rata - rata 24,73

Uji pengamatan :
Pada percobaan ini kami menguji dengan menggunakan uji Anova. Hasil tersebut adalah sebagai berikut :
Hipotesis
Ho : Tidak ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).
H1 : Ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).

ANOVA
VAR00001
Sum of Squares df Mean Square F Sig.
Between Groups 650.672 2 325.336 5.039 .019
Within Groups 1097.518 17 64.560
Total 1748.190 19

Ket : α = 0.05
Jika p-value < α maka tolak Ho
Jika p-value > α maka terima Ho
Dari hasil analisis data dengan menggunakan ANOVA didapatkan p-value < α , maka :
Keputusan : tolak Ho
Kesimpulan : ada beda signifikan antara kecepatan motilitas spermatozoa pada kelompok kontrol dengan kelompok perlakuan (perlakuan 1 dan perlakuan 2).

Pembahasan
Pengamatan motilitas spermatozoa mencit dilakukan dengan mengamati sperma yang baru diambil dari epididimis yang kemudian diletakkan pada gelas obyek cekung kemudian kita tambahkan larutan fisiologis. Hal ini dimaksudkan agar spermatozoa mencit tetap berada dalam kondisi lembab ( tidak kering ). Setelah itu dilakukan dipotong-potong halus sehingga berbentuk sehingga berbentuk suspensi. Untuk menghitung kecepatan spermatozoa menggunakan mikroskop yang telah dilengkapi dengan mikrometer. Sebelum digunakan, dilakukan pengkalibrasian pada mikroskop.
Pada spermatozoa yang normal cenderung melakukan gerak dalam garis lurus. Kecepatan gerak spermatozoa ini juga dipengaruhi oleh morfologinya. Ekor yang terlalu pendek dan bercabang dapat menghambat kecepatan gerak spermatozoa. Penghitungan kecepatan motilitas spermatozoa dilakukan pengulangan 10 kali dari masing-masing mencit hal ini bertujuan untuk mengurangi bias kesalahan dalam pengamatan.
Dari hasil perhitungan didapatkan bahwa kecepatan gerak spermatozoa terdapat perbedaan antara kelompok kontrol dan kelompok perlakuan yaitu :
- Rata-rata pada kelompok kontrol = 32,17 μm / s = 1,93 mm/mnt
- Rata-rata pada kelompok perlakuan 1 (1 lampu) = 37,44 μm / s = 2,25 mm/mnt
- Rata-rata pada kelompok perlakuan 2 (2 lampu) = 24,73 μm / s = 1,48 mm/mnt
Pada kelompok perlakuan dengan menggunakan 1 lampu gerak spermatozoa lebih cepat jika dibandingkan dengan kelompok kontrol. Sedangkan pada kelompok perlakuan dengan menggunakan 2 lampu, gerak spermatozoa lebih lambat jika dibandingkan dengan kelompok kontrol. Hal ini mungkin disebabkan karena mencit pada kelompok pelakuan mengalami stress sehingga berpengaruh terhadap kualitas spermatozoa khususnya gerak spermatozoa. Pada perlakuan dengan menggunakan 1 lampu tingkat stres mencit lebih rendah bila dibandingkan dengan 2 lampu sehingga pada perlakuan 1 (1 lampu) merupakan kondisi optimum untuk motilitas spermatozoa mencit hal ini dapat kita lihat dari bertambahnya kecepatan motilitas spermatozoa mencit dari mencit pada kelompok kontrol. Apabila kita naikkan tingkat stresnya dalam hal ini intensitas cahanya maka kecepatan motilitas spermatozoa akan menurun bahkan lebih rendah dari kelompok kontrol. Sehingga dapat kita simpulkan bahwa stress dapat mempengaruhi gerak spermatozoa.
Pada literatur dikatakan bahwa kecepatan motilitas spermatozoa pada mencit normal adalah sebesar 1 – 4 mm / menit. Dari data perhitungan kelompok kami didapatkan kecepatan motilitas spermatozoa baik dari kelompok kontrol maupun perlakuan masih dalam kisaran normal. Dari sini, dapat disimpulkan bahwa motilitas spermatozoa masih dalam taraf normal.

Kesimpulan
- Tingkat stres mempengaruhi kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
- Jika tingkat stres rendah dapat memacu kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
Jika tingkat stres dinaikkan maka dapat menghambat kecepatan motilitas spermatozoa mencit.
- Kecepatan rata – rata spermatozoa mencit pada :
kelompok kontrol = 32,17 μm / s = 1,93 mm/mnt
kelompok pelakuan dengan 1 lampu = 37,44 μm / s = 2,25 mm/mnt
kelompok perlakuan dengan 2 lampu = 24,73 μm / s = 1,48 mm/mnt

Daftar Pustaka

Campbell, et al . 2003, Biologi, edisi kelima , jilid 2., Jakarta : Erlangga
Gandasoebrata, R., 1984 , Penuntun Laboratorium Klinik , Jakarta : Penerbit Dian Rakyat
Ganong, W. F., 2003, Fisiologi kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC . Jakarta
Guyton, Arthur., 1995 , Fisiologi Manusia dan Mekanisme Penyakit , Jakarta : EGC
Nal Bandov , A.V., 1990 , Fisiologi Reproduksi Pada Mamalia dan Unggas , Jakarta : UI Press
Yatim , D.Wildan., 1994 , Reproduksi dan Embryologi , Bandung : TARSITO

PERBEDAAN FUNGSI ESENSIAL UNTUK Cdc42 DAN rac1 DALAM PENGATURAN SEL SCHWAN SELAMA PERKEMBANGAN PNS (PERIPHERAL NERVOUS SYSTEM)

2011-11-13T05:36:00.001-08:00

PERBEDAAN FUNGSI ESENSIAL UNTUK Cdc42 DAN rac1 DALAM PENGATURAN SEL SCHWAN SELAMA PERKEMBANGAN PNS (PERIPHERAL NERVOUS SYSTEM)

Abstrak
Perkembangan PNS melalui proses mielinisasi. Mielinisasi mampu mempercepat potensial aksi sepanjang axon, dalam hal ini merupakan syarat mutlak sebagai fungsi normal dari sistem saraf. Dalam perkembangannya PNS ini berasal dari neural crest yang akan tumbuh membentuk selubung axon. Sel-sel ini akan berproliferasi dan berdeferensiasi menjadi sel schwan yang immature (belum matang). Sel-sel ini akan memperluas pembentukan sitoplasma menjadi selubung-selubung axon yang kemudian memisah dan membentuk individu-individu axon, proses ini dinamakan “radial sorting”. Selama proses berlangsung benang-benang saraf (axon) yang berukuran besar akan termielinisasi, sedangkan benang-benang saraf yang kecil (sisanya) akan diikat oleh sel schwan yang tidak termielinisasi.
Selama proses mielinisasi PNS, sel schwan harus mampu mengartikan sinyal-sinyal dari extracellular sehingga ia dapat mengatur perkembangan intrinsic secara benar. Untuk itu diperlukan suatu faktor-faktor pertumbuhan dan protein essensial yang biasanya didapat dari golongan “Rho”. Anggota dari golongan Rho yang memiliki karakteristik terbaik adalah Cdc 42, rac1, GTPase, dan Rho A. Mereka terkenal sebagai penghubung stimuli extracel dalam pengaturan cytoskeleton actin. Cdc 42 dibutuhkan dalam proliferasi sel schwan secara normal, pengaturan rac1 untuk proses perluasan dan stabilisasi sel schwan sepanjang pembentukan “radial sorting” secara efisien dari selubung axon. Sebagai tambahannya Rho GTPase diekspresikan oleh sel schwan dan berfungsi untuk mengontrol dinamika mikrotubulus, polaritas sel, lalu lintas membran, dan transkripsi gen.
Dalam penelitian ini kita mempelajari fungsi sinyal Cdc42 dan rac1 dalam perkembangan PNS dengan menggunakan jaringan spesifik kondisional pelepasan gen secara spesifik yang berasal dari sel schwan. Pelepasan Cdc 42 maupun rac1 akan melemahkan radial sorting dari axon, namun mereka akan bekerja secara terpisah selama proses perkembangan sel schwan berlangsung. Lebih jauh lagi dapat kita ketahui bahwa aktivasi cdc42 dapat diinduksi oleh neuregulin-1 (NRG1), sedangkan rac1 akan diaktivasi oleh  1 integrin.

Bahan dan Cara Kerja
– Kondisi tikus
Untuk mendapatkan mutan Cdc42 dan rac1 maka kami menyilangkan tikus homozygot untuk alel Cdc42 dengan tikus heterozygot untuk alel Cdc42. Untuk generasi dari CNP-Cre  1 integrin mutan dan tikus kontrol telah tersedia.

– EM
Tikus terlebih dahulu telah dianastesi dengan pentobarbital. kemudian disiram dengan 0,1 buffer phospate, pH 7,4 kemudian diikuti oleh buffer yang terdiri dari 3% glutaraldehyde dan 4% PFA. Fiksasi jaringan dengan akhir fiksasi di dalam 2% osmium tetroxide kemudian didehidrasi dan ditanam dalam resin spurrs. Untuk irisan semi tipis diwarnai dengan toluidin biru untuk analisis pada mikroskop cahaya. Dan untuk irisan ultra tipis telah diwarnai dengan 3% uranyl acetate dan 1% citrat sebelum diobservasi di mikroskop elektron transmisi.

– Immunofluorescence, pewarnaan TUNEL, dan pewarnaan X-gal
Setelah difiksasi dengan 4% PFA, irisan saraf sciatic telah diblok selama 1jam dengan serum kambing dan 0,1%triton X-100 di PBS. kemudian diinkubasi dengan antibody primer yang telah terbentuk semalaman pada suhu 4oC. Pada hari berikutnya irisan jaringan telah dicuci dalam PBS dan diinkubasi dengan antibody sekunder selama 1jam dalam ruangan yang bersuhu tetap. kultur SC tikus telah difiksasi dengan 4% PFA dalam buffer MP selam 10 menit. Sel-sel telah dipemeabilitaskan terhadap 0,2% triton X-100 dibuffer MP selama 5 menit. Apoptosis kematian sel telah telah dianalisis dengan pewarnaan TUNEL menggunakan biotin labeled UTP dan FITC. Sel-sel dan irisan jaringan telah divisualisasi dengan menggunakan mikroskop fluorescence.

– Kultur sel primer
Sel schwan tikus telah diisolasi dari tikus Wistar dan ditumbuhkan di medium SC, yang terdiri dari 10% FCS, 50 g/ml gentamicin, 100 g/ml GGF kasar, dan 2 M forskolin. Jaringan saraf sciatic telah dihomogenasi dengan mortar dingin dalam buffer pelisis. Ekstrak yang diperoleh diproses dengan menggunakan prosedur SDS-PAGE standart.

– Analisis statistik
Data dianalisis dengan menggunakan rata-rata SD menggunakan t test. Kebenaran diatur pada P < 0.05 ; **, P < 0.01 ; *** , P < 0.001. di mana n mewakili jumlah dari masing-masing eksperimen.

Hasil dan Pembahasan
Penggunaan jaringa spesifik kondisional pemisahan gen kita tunjukkan dengan fungsi penting dari Rho GTPase kesil Cdc42 dan rac1 selama mielinisasi PNS. Cdc 42 dibutuhkan untuk proliferasi SC pada permulaan dari radial sorting, dimana rac1 juga diperlukan untuk proses perluasan dan stabilisasi SC selama proses radial sorting dari selubung-selubung axon. Dari hasil pengamatan kami dapatkan bahwa meskipun aktivitas rac1 spesifik tegantung pada 1 integrin, dan Cdc 42 diaktifkan oleh NRG1 hal ini mendukung bahwa aktfitas dari kedua GTPase ini dalam sel-sel schwan adalah teratur.

Gambar disamping menunjukkan bahwa meskipun Cdc42 dan rac1 bekerja sendiri-sendiri tetapi mereka mempunyai fungsi penting selama perkembangan SC. Meskipun rac1 dapat diaktivasi oleh sinyal 1 integrin dan berfungsi dalam proses perluasan dan stabilisasi SC, Cdc 42 diaktivasi oleh NRG1 dan sangat diperlukan untuk proliferasi SC. Meskipun begitu keduanya sangat penting untuk efisiensi proses radial sorting dari selubung axon.

Kehilangan rac1 di sel-sel schwan dapat menyebabkan hypomielinasi di postnatal saraf sciatic dari tikus mutan hal ini ditandai dengan kerasnya selubung axon selama proses perkembangan. Seperti halnya juga kekurangan radial sorting dapat digambarkan pada laminin tikus mutan. Laminin-2 merupakan bentuk laminin terbanyak yang ada dalam PNS.
Integrin merupakan reseptor yang paling penting untuk protein ECM, termasuk laminin. Di dalam rac1 saraf mutan, terdapat bebepara keabnormalitasan dari proses perluasan dan stabilisasi SC diantaranya adalah : (1) ketidakmampuan dari SC yang masih immature untuk menyelubungi bungkusan-bungkusan axon, (2) Banyaknya formasi yang abnormal dari tonjolan-tonjolan sitoplasma yang meluas tak terarah dari permukaan SC-axon pada tahap promielinisasi.

Kesimpulan
– Cdc42 dan rac1 mempunyai fungsi essensial dalam pengaturan SC selama proses perkembangan PNS.
– Cdc42 dan rac1 bekerja sendiri-sendiri selama proses belangsung tetapi mereka mempunyai fungsi penting dalam efisiensi radial sorting dan mielinisasi.
– Cdc42 diaktifkan oleh NRG1 dan sangat dibutuhkan dalam proses proliferasi SC.
– Rac1 diaktifkan oleh sinyal 1 integrin dan berfungsi dalam proses perluasan dan stabilisasi SC.

Saran
– Dari penelitian ini kami menyarankan bahwa untuk diteliti lagi apakah ada efeksamping dari kerja Cdc42 dan rac1 yang mungkin dapat mempengaruhi atau bahkan menghambat perkembangan sistem saraf yang lainnya ?
– Saran yang kedua adalah apakah ada pengganti lain dari Cdc42 dan rac1 yang mungkin dapat dibuat secara sintesis yang fungsinya sama yaitu untuk membantu proses perkembangan PNS ?

TRANFUSI DARAH

2011-11-13T05:34:00.000-08:00

TRANFUSI DARAH

A. Definisi
Penggantian darah atau tranfusi darah adalah suatu pemberian darah lengkap atau komponen darah seperti plasma, sel darah merah kemasan atau trombosit melalui IV. Meskipun tranfusi darah penting untuk mengembalikan homeostasis, tranfusi darah dapat membahayakan. Banyak komplikasi dapat ditimbulkan oleh terapi komponen darah, contohnya reaksi hemolitik akut yang kemungkinan mematikan, penularan penyakit infeksi dan reaksi demam. Kebanyakan reaksi tranfusi yang mengancam hidup diakibatkan oleh identifikasi pasien yang tidak benar atau pembuatan label darah atau komponen darah yang tidak akurat, menyebabkan pemberian darah yang inkompatibel. Pemantauan pasien yang menerima darah dan komponen darah dan pemberian produk-produk ini adalah tanggung jawab keperawatan. Perawat bertanggung jawab untuk mengkaji sebelum dan selama tranfusi yang dilakukan. Apabila klien sudah terpasang selang IV, perawat harus mengkaji tempat insersi untuk melihat tanda infeksi atau infilrasi. Perawat harus memastikan bahwa kateter yang dipakai klien menggunakan kateter ukuran besar (18-19). Komponen darah harus diberikan oleh personel yang kompeten, berpengalaman dan sesuai dengan prosedur yang berlaku.

B. Tujuan
1. Meningkatkan volume sirkulasi darah setelah pembedahan, trauma atau perdarahan
2. Meningkatkan jumlah sel darah merah dan untuk mempertahankan kadar hemoglobin pada klien yang mengalami anemia berat
3. Memberikan komponen seluler yang terpilih sebagai terapi pengganti (misal : faktor pembekuan plasma untuk membantu mengontrol perdarahan pada klien yang menderita hemofilia)

C. Golongan dan Tipe Darah
Darah tersusun dari beberapa unsur yang mempunyai peran utama dalam terapi tranfusi darah. Komponen ini meliputi antigen, antibody, tipe Rh, dan antigen HLA. Antigen adalah zat yang mendatangkan respon imun spesifik bila terjadi kontak dengan benda asing. Sistem imun tubuh berespon dengan memproduksi antibody untuk memusnahkan penyerang. Reaksi Antigen (Ag) dan Antibodi (AB) ini diperlihatkan dengan aglutinasi atau hemolisis. Antibodi dalam serum berespon terhadap antigen penyerang dengan mengelompokkan sel-sel darah merah bersama-sama dan menjadikan mereka tidak efektif atau memusnahkan sel darah merah. Sistem penggolongan darah didasarkan pada reaksi Ag-AB yang menentukan kompabilitas darah.
Golongan darah yang paling penting untuk tranfusi darah ialah sistem ABO, yang meliputi golongan berikut: A, B, O, AB. Penetapan penggolongan darah didasarkan pada ada tidaknya antigen sel darah merah A dan B. Individu-individu dengan golongan darah A mempunyai antigen A yang terdapat pada sel darah merah; individu dengan golongan darah B mempunyai antigen B, dan individu dengan golongan darah O tidak mempunyai kedua antigen tersebut.
Aglutinin, atau antibody yang bekerja melawan antigen A dan B, disebut agglutinin anti A dan agglutinin anti B. Aglutinin ini terjadi secara alami. Individu dengan golongan darah A memproduksi aglutinin anti B di dalam plasmanya secara alami. Begitu juga dengan individu dengan golongan darah B, akan memproduksi agglutinin anti A di dalam plasma secara alami. Individu dengan golongan darah O secara alami memproduksi kedua aglutinin tersebut, inilah sebabnya individu dengan golongan darah O disebut sebagai donor universal. Individu golongan AB juga menghasilkan antibodi AB, oleh karena itu individu dengan golongan AB disebut resipien universal. Bila darah yang ditranfusikan tidak sesuai, maka akan timbul reaksi tranfusi.
Setelah system ABO, tipe Rh merupakan kelompok antigen sel darah merah dengan kepentingan klinis besar. Tidak seperti anti-A dan anti-B, yang terjadi pada individu normal dan tidak diimunisasi, antibody Rh tidak terbentuk tanpa stimulasi imunisasi. Individu dengan antibodi D disebut Rh positif, sedangkan yang tidak memiliki antibodi D disebut Rh negatif, tidak menjadi soal apakah ada antibodi Rh lainnya. Antibody D dapat menyebabkan destruksi sel darah merah, seperti dalam kasus reaksi tranfusi hemolitik lambat.
Penggolongan darah mengidentifikasi penggolonga ABO dan Rh dalam donor darah. Pencocoksilangan (crossmatching) kemudian menentukan kompatibilitas ABO dan Rh adalah penting dalam pemberian terapi tranfusi darah.
System HLA merupakan komponen berikutnya untuk dipertimbangkan dalam pemberian tranfusi. System HLA didasarkan pada antigen yang terdapat dalam leukosit, trombosit dan sel-sel lainnya. Penggolongan dan pencocoksilangan HLA kadang-kadang diperlukan sebelum tranfusi trombosit diulangi.

D. Indikasi
1. Pasien dengan kehilangan darah dalam jumlah besar (operasi besar, perdarahan postpartum, kecelakaan, luka bakar hebat, penyakit kekurangan kadar Hb atau penyakit kelainan darah)
2. Pasien dengan syok hemoragi

E. Macam-macam Komponen Darah
 Darah lengkap (whole blood)
Tranfusi darah lengkap hanya untuk mengatasi perdarahan akut dan masif, meningkatkan dan mempertahankan proses pembekuan. Darah lengkap diberikan dengan golongan ABO dan Rh yang diketahui. Infuskan selama 2 sampai 3 jam, maksimum 4 jam/unit. Dosis pada pediatrik rata-rata 20 ml/kg, diikuti dengan volume yang diperlukan untuk stabilisasi. Bisanya tersedia dalam volume 400-500 ml dengan masa hidup 21 hari. Hindari memberikan tranfusi saat klien tidak dapat menoleransi masalah sirkulasi. Hangatkan darah jika akan diberikan dalam jumlah besar.
Indikasi:
1. Penggantian volume pada pasien dengan syok hemoragi, trauma atau luka bakar
2. Klien dengan perdarahan masif dan telah kehilangan lebih dari 25 persen dari volume darah total
 Packed Red Blood cells (RBCs)
Komponen ini mengandung sel darah merah, SDP, dan trombosit karena sebagian plasma telah dihilangkan (80 %). Tersedia volume 250 ml. Diberikan selama 2 sampai 4 jam, dengan golongan darah ABO dan Rh yang diketahui. Hindari menggunakan komponen ini untuk anemia yang mendapat terapi nutrisi dan obat. Masa hidup komponen ini 21 hari.
Indikasi :
1. Pasien dengan kadar Hb rendah
2. Pasien anemia karena kehilangan darah saat pembedahan
3. Pasien dengan massa sel darah merah rendah
 White Blood Cells (WBC atau leukosit)
Komponen ini terdiri dari darah lengkap dengan isi seperti RBCs, plasma dihilangkan 80 % , biasanya tersedia dalam volume 150 ml. Dalam pemberian perlu diketahui golongan darah ABO dan sistem Rh. Apabila diresepkan berikan dipenhidramin. Berikan antipiretik, karena komponen ini bisa menyebabkan demam dan dingin. Untuk pencegahan infeksi, berikan tranfusi dan disambung dengan antibiotik.
Indikasi :
1. Pasien sepsis yang tidak berespon dengan antibiotik (khususnya untuk pasien dengan kultur darah positif, demam persisten /38,3° C dan granulositopenia)
 Leukosit –poor RBCs
Komponen ini sama dengan RBCs, tapi leukosit dihilangkan sampai 95 %, digunakan bila kelebihan plasma dan antibody tidak dibutuhkan. Komponen ini tersedia dalam volume 200 ml, waktu pemberian 1 ½ sampai 4 jam.
Indikasi:
1. Pasien dengan penekanan system imun (imunokompromise)
 Platelet/trombosit
Komponen ini biasanya digunakan untuk mengobati kelainan perdarahan atau jumlah trombosit yang rendah. Volume bervariasi biasanya 35-50 ml/unit, untuk pemberian biasanya memerlukan beberapa kantong. Komponen ini diberikan secara cepat. Hindari pemberian trombosit jika klien sedang demam. Klien dengan riwayat reaksi tranfusi trombosit, berikan premedikasi antipiretik dan antihistamin. Shelf life umumnya 6 sampai 72 jam tergantung pada kebijakan pusat di mana trombosit tersebut didapatkan. Periksa hitung trombosit pada 1 dan 24 jam setelah pemberian.

Indikasi:
1. Pasien dengan trombositopenia (karena penurunan trombosit, peningkatan pemecahan trombosit
2. Pasien dengan leukemia dan marrow aplasia
 Fresh Frozen Plasma (FFP)
Komponen ini digunakan untuk memperbaiki dan menjaga volume akibat kehilangan darah akut. Komponen ini mengandung semua faktor pembekuan darah (factor V, VIII, dan IX). Pemberian dilakukan secara cepat, pada pemberian FFP dalam jumlah besar diperlukan koreksi adanya hypokalsemia, karena asam sitrat dalam FFP mengikat kalsium. Shelf life 12 bulan jika dibekukan dan 6 jam jika sudah mencair. Perlu dilakukan pencocokan golongan darah ABO dan system Rh.
Indikasi:
1.Pencegahan perdarahan postoperasi dan syok
2. Pasien dengan defisiensi faktor koagulasi yang tidak bisa ditentukan
3. Klien dengan penyakit hati dan mengalami defisiensi faktor pembekuan.
 Albumin 5 % dan albumin 25 %
Komponen ini terdiri dari plasma protein, digunakan sebagai ekspander darah dan pengganti protein. Komponen ini dapat diberikan melalui piggybag. Volume yang diberikan bervariasi tergantung kebutuhan pasien. Hindarkan untuk mencampur albumin dengan protein hydrolysate dan larutan alkohol.
Indikasi :
1.Pasien yang mengalami syok karena luka bakar, trauma, pembedahan atau infeksi
2. Terapi hyponatremi

F. Pertimbangan Pediatrik dan Gerontik
 Pediatrik
1. Pada anak-anak, 50 ml darah pertama harus diinfuskan lebih dari 30 menit. Bila tidak ada reaksi terjadi, kecepatan aliran ditingkatkan dengan sesuai untuk menginfuskan sisa 275 ml lebih dari periode 2 jam
2. Darah untuk bayi baru lahir dicocok silangkan dengan serum ibu karena mungkin mempunyai antibody lebih dari bayi tersebut dan memungkinkan identifikasi yang lebih mudah tentang inkompabilitas
3. Dosis untuk anak-anak bervariasi menurut umur dan berat badan (hitung dosis dalam milliliter per kilogram berat badan)
4. Tranfusi sel darah merah memerlukan waktu infus yang ketat (untuk mempermudah deteksi dini reaksi hemolitik yang mungkin terjadi)
5. Penggunaan penghangat darah mencegah hipotermi yang menimbulkan disritmia
6. Gunakan pompa infus elektronik untuk memantau dan mengontrol akurasi kecepatan tetesan
7. Gunakan vena umbilikalis pada bayi baru lahir sebagai tempat akses vena
8. Tranfusi pada bayi baru lahir hanya boleh dilakukan oleh perawat atau dokter yang kompeten dan berpengalaman (prosedur ini memerlukan ketrampilan tingkat tinggi)
9. Tinjau kembali riwayat tranfusi anak
 Gerontik
1. Riwayat sebelumnya (anemia dengan gagal sumsum tulang, anemia yang berhubungan dengan keganasan, perdarahan gastrointestinal kronik, gagal ginjal kronik)
2. Terdapat kemungkinan bahaya pada jantung, ginjal, dan sistem pernafasan (atur kecepatan aliran jika klien tidak mampu menoleransi aliran yang telah ditetapkan), sehingga waktu tranfusi lebih lambat
3. Defisit sensori dapat terjadi (konsultasikan dengan rekam medik atau anggota keluarga terhadap reaksi tranfusi darah sebelumnya)
4. Premedikasi dapat menyebabkan mengantuk
5. Integritas vena mungkin melemah, pastikan kepatenan kateter atau jarum sebelum melakukan tranfusi

G. Efek tranfusi
 Alergi
Penyebab:
1. Alergen di dalam darah yang didonorkan
2. Darah hipersensitif terhadap obat tertentu
Gejala:
Anaphilaksis (dingin, bengkak pada wajah, edema laring, pruritus, urtikaria, wheezing), demam, nausea dan vomit, dyspnea, nyeri dada, cardiac arrest, kolaps sirkulasi
Intervensi:
1. Lambatkan atau hentikan tranfusi
2. Berikkan normal saline
3. Monitor vital sign dan lakukan RJP jika diperlukan
4. Berikan oksigenasi jika diperlukan
5. Monitor reaksi anafilaksis dan jika diindikasikan berikan epineprin dan kortikosteroid
6. Apabila diresepkan, sebelum pemberian tranfusi berikan diphenhidramin
 Anafilaksis
Penyebab:
Pemberian protein IgA ke resipien penderita defisiensi IgA yang telah membentuk antibodi IgA
Gejala:
Tidak ada demam, syok, distress pernafasan (mengi, sianosis), mual, hipotensi, kram abdomen, terjadi dengan cepat setelah pemberian hanya beberapa milliliter darah atau plasma.
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Lanjutkan pemberian infus normal saline
3. Beritahu dokter dan bank darah
4. Ukur tanda vital tiap 15 menit
5. Berikan ephineprine jika diprogramkan
6. Lakukan resusitasi jantung paru (RJP) jika diperlukan
Pencegahan:
Tranfusikan sel darah merah (SDM) yang sudah diproses dengan memisahkan plasma dari SDM tersebut, gunakan darah dari donor yang menderita defesiensi IgA.
 Sepsis
Penyebab:
Komponen darah yang terkontaminasi oleh bakteri atau endotoksin
Gejala:
Menggigil, demam, muntah, diare, penurunan tekanan darah yang mencolok, syok
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Ambil kultur darah pasien
3. Pantau tanda vital setiap 15 menit
4. Berikan antibiotik, cairan IV, vasoreseptor dan steroid sesuai program
Pencegahan:
Jaga darah sejak dari donasi sampai pemberian
 Urtikaria
Penyebab:
Alergi terhadap produk yang dapat larut dalam plasma donor
Gejala:
Eritema lokal, gatal dan berbintik-bintik, biasanya tanpa demam
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Ukur vital sign tiap 15 menit
3. Berikan antihistamin sesuai program
4. Tranfusi bisa dimulai lagi jika demam dan gejala pulmonal tidak ada lagi
Pencegahan:
Berikan antihistamin sebelum dan selama pemberian tranfusi
 Kelebihan sirkulasi
Penyebab:
Volume darah atau komponen darah yang berlebihan atau diberikan terlalu cepat
Gejala:
Dyspnea, dada seperti tertekan, batuk kering, gelisah, sakit kepala hebat, nadi, tekanan darah dan pernafasan meningkat, tekanan vena sentral dan vena jugularis meningkat

Intervensi:
1. Tinggikan kepala klien
2. Monitor vital sign
3. Perlambat atau hentikan aliran tranfusi sesuai program
4. Berikan morfin, diuretik, dan oksigen sesuai program
Pencegahan:
Kecepatan pemberian darah atau komponen darah disesuaikan dengan kondisi klien, berikan komponen SDM bukan darah lengkap, apabila diprogramkan minimalkan pemberian normal saline yang dipergunakan untuk menjaga kepatenan IV
 Hemolitik
Penyebab:
Antibody dalam plasma resipien bereaksi dengan antigen dalam SDM donor, resipien menjadi tersensitisasi terhadap antigen SDM asing yang bukan dalam system ABO
Gejala:
Cemas, nadi, pernafasan dan suhu meningkat, tekanan darah menurun, dyspnea, mual dan muntah, menggigil, hemoglobinemia, hemoglobinuria, perdarahan abnormal, oliguria, nyeri punggung, syok, ikterus ringan. Hemolitik akut terjadi bila sedikitnya 10-15 ml darah yang tidak kompatibel telah diinfuskan, sedangkan reaksi hemolitik lambat dapat terjadi 2 hari atau lebih setelah tranfusi.
Intervensi:
1. Monitor tekanan darah dan pantau adanya syok
2. Hentikan tranfusi
3. Lanjutkan infus normal saline
4. Pantau keluaran urine untuk melihat adanya oliguria
5. Ambil sample darah dan urine
6. Untuk hemolitik lambat, karena terjadi setelah tranfusi, pantau pemeriksaan darah untuk anemia yang berlanjut
Pencegahan:
Identifikasi klien dengan teliti saat sample darah diambil untuk ditetapkan golongannya dan saat darah diberikan untuk tranfusi (penyebab paling sering karena salah mengidentifikasi).
 Demam Non-Hemolitik
Penyebab:
Antibody anti-HLA resipien bereaksi dengan antigen leukosit dan trombosit yang ditranfusikan.
Gejala:
Demam, flushing, menggigil, tidak ada hemolisis SDM, nyeri lumbal, malaise, sakit kepala
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Lanjutkan pemberian normal saline
3. Berikan antipiretik sesuai program
4. Pantau suhu tiap 4 jam
Pencegahan:
Gunakan darah yang mengandung sedikit leukosit (sudah difiltrasi)
 Hiperkalemia
Penyebab:
Penyimpanan darah yang lama melepaskan kalium ke dalam plasma sel
Gejala:
Serangan dalam beberapa menit, EKG berubah, gelombang T meninggi dan QRS melebar, kelemahan ekstremitas, nyeri abdominal
 Hipokalemia
Penyebab:
Berhubungan dengan alkalosis metabolik yang diindikasi oleh sitrat tetapi dapat dipengaruhi oleh alkalosis respiratorik
Gejala:
Serangan bertahap, EKG berubah, gelombang T mendatar, segmen ST depresi, poliuria, kelemahan otot, bising usus menurun
 Hipotermia
Penyebab:
Pemberian komponen darah yang dingin dengan cepat atau bila darah dingin diberikan melalui kateter vena sentral.
Gejala:
Menggigil, hipotensi, aritmia jantung, henti jantung/cardiac arrest
Intervensi:
1. Hentikan tranfusi
2. Hangatkan pasien dengan selimut
3. Ciptakan lingkungan yang hangat untuk pasien
4. Hangatkan darah sebelum ditranfusikan
5. Periksa EKG

H. Infeksi yang ditularkan melalui tranfusi
 AIDS
Penyebab:
Darah donor HIV seropositif
Gejala:
Demam, keringat malam, letih, berat badan menurun, adenopati, lesi kulit seropositif terhadap virus HIV
 Kontaminasi bakteri
Penyebab:
Kontaminasi pada saat penyumbangan atau persiapan, bakteri endotoksin melepaskan endotoksin
Gejala:
Serangan dalam 2 jam tranfusi (menggigil, demam, nyeri abdomen, syok, hipotensi yang nyata
 Cytomegalovirus (CMV)
Virus CMV dapat berada pada orang dewasa yang sehat. Pasien-pasien dengan imunosupresi berisiko tinggi tertular CMV
Gejala:
Letih, lemah, adenopati, demam derajat rendah
 Hepatitis
Hepatitis A dan hepatitis B jarang, penyakit hati kronik lebih umum dengan Hepatitis C daripada hepatitis B
Gejala:
Terjadi dalam dalam beberapa minggu sampai bulan setelah tranfusi, mual, muntah, ikterus, malaise, kadar enzim hati tinggi
 GVHD (Graft versus host desease)
Penyebab:
Limfosit donor yang normal bereproduksi di dalam tubuh resipien yang mengalami gangguan kekebalan, limfosit menyerang jaringan resipien karena dianggap sebagai protein asing.
Gejala:
Demam, ruam kulit, diare, infeksi, gangguan fungsi hati (jaundice, supresi sumsum tulang)
Intervensi:
Berikan metotresat dan kortikosteroid jika diprogramkan
Pencegahan;
Berikan darah yang tidak diradiasi jika diprogramkan, berikan darah yang telah dicuci dengan saline jika diprogramkan

I. Manajemen efek tranfusi
Pedoman untuk mengatasi reaksi tranfusi yang dibuat oleh American Assotiation of Blood Banks adalah:
1. Hentikan tranfusi untuk membatasi jumlah darah yang diinfuskan
2. Beritahu dokter
3. Pertahankan jalur IV tetap terbuka dengan infus normal saline
4. Periksa semua label, formulir, dan identifikasi pasien untuk menentukan apakah pasien menerima darah atau komponen darah yang benar
5. Segera laporkan reaksi tranfusi yang dicurigai pada petugas bank darah
6. Kirimkan sample darah yang diperlukan ke bank darah sesegera mungkin, bersama-sama dengan kantong darah yang telah dihentikan, set pemberian, larutan IV yang diberikan, dan semua formulir dan label yang berhubungan.
7. Kirim sampel lainnya (misal urin)
8. Lengkapi laporan institusi atau formulir “reaksi tranfusi yang dicurigai”
9. Peralatan yang harus disiapkan (obat-obatan seperti: aminophilin, difenhidramin, hidroklorida, dopamine, epinefrin, heparin, hidrokortison, furosemid, asetaminofen, aspirin; set oksigenasi; kit kateter foley; botol kultur darah; cairan IV; selang IV)

J. Hal-hal yang perlu diperhatikan
1. Kondisi pasien sebelum ditranfusi
2. Kecocokan darah yang akan dimasukkan
3. Label darah yang akan dimasukkan
4. Golongan darah klien
5. Periksa warna darah (terjadi gumpalan atau tidak)
6. Homogenitas (darah bercampur semua atau tidak)

K. Persiapan Pasien
1. Jelaskan prosedur dan tujuan tranfusi yang akan dilakukan
2. Jelaskan kemungkinan reaksi tranfusi darah yang keungkinan terjadi dan pentingnya melaporkan reaksi dengan cepat kepada perawat atau dokter
3. Jelaskan kemungkinan reaksi lambat yang mungkin terjadi, anjurkan untuk segera melapor apabila reaksi terjadi
4. Apabila klien sudah dipasang infus, cek apakah set infusnya bisa digunakan untuk pemberian tranfusi
5. Apabila klien belum dipasang infus, lakukan pemasangan dan berikan normal saline terlebih dahulu
6. Pastikan golongan darah pasien sudah teridentifikasi
Contoh kantong darah:

L. Persiapan Alat
1. Set pemberian darah
2. Kateter besar (18 G atau 19 G)
3. Cairan IV normal saline (NaCl 0,9 %)
4. Set infus darah dengan filter
5. Produk darah yang tepat
6. Sarung tangan sekali pakai
7. Kapas alkohol
8. Plester dan gunting
9. Manset tekanan darah
10. Stetoskope
11. Termometer
12. Format persetujuan pemberian tranfusi yang ditandatangani
13. Bengkok
14. Penghangat darah (jika diperlukan)

M. Prosedur kerja
1. Baca status dan data klien untuk memastikan program tranfusi darah
2. Pastikan bahwa klien telah menandatangani format persertujuan tindakan
3. Cek alat-alat yang akan digunakan
4. Cuci tangan
5. Beri salam dan panggil klien sesuai dengan namanya
6. Perkenalkan nama perawat
7. Jelaskan prosedur yang akan dilakukan pada klien
8. Jelaskan tujuan tindakan yang dilakukan
9. Kaji pernah tidaknya klien menerima tranfusi sebelumnya dan catat reaksi yang timbul, apabila ada
10. Minta klien untuk melaporkan apabila menggigil, sakit kepala, gatal-gatal, atau ruam dengan segera
11. Beri kesempatan pada klien untuk bertanya
12. Tanyakan keluhan klien saat ini
13. Jaga privasi klien
14. Dekatkan alat-alat ke sisi tempat tidur klien
15. Periksa tanda vital klien sebelum memulai tranfusi
16. Kenakan sarung tangan sekali pakai
17. Lakukan pemasangan infuse, apabila belum terpasang dengan menggunakan kateter berukuran besar ( 18 atau 19 G), apabila sudah terpasang cek apakah set yang ada bisa digunakan untuk pemberian tranfusi dan cek kepatenan vena
18. Gunakan selang infus yang memiliki filter di dalam selang (apabila selang infus masih menggunakan selang infuse yang kecil, ganti dengan selang infus untuk tranfusi yang ukurannya lebih besar)
19. Gantungkan botol normal saline untuk diberikan setelah pemberian darah selesai
20. Ikuti protokol lembaga dalam mendapatkan produk darah dari bank darah. Minta darah pada saat Anda siap menggunakannya.
21. Bersama seorang perawat lainnya yang telah memiliki lisensi, identifikasi produk darah yang akan dimasukkan (periksa etiket kompabilitas yang menempel pada kantong darah dan informasi pada kantong tersebut; untuk darah lengkap, periksa golongan darah ABO dan tipe Rh yang terdapat pada catatan klien; periksa kembali kesesuaian produk darah yang akan diberikan dengan resep dokter; periksa data kadaluarsa pada kantong darah; inspeksi darah untuk melihat adanya bekuan darah; tanyakan nama klien dan periksa tanda pengenal yang dimiliki klien)
22. Mulai pemberian tranfusi darah (sebelum darah diberikan, berikan dahulu larutan normal saline; mulai berikan tranfusi secara perlahan diawali dengan pengisian filter di dalam selang; atur kecepatan sampai 2 ml/menit untuk 15 menit pertama dan tetaplah bersama klien. Apabila perawat menjumpai adanya reaksi, segera hentikan tranfusi, bilas selang dengan normal saline, laporkan pada dokter dan beritahu bank darah)
23. Monitor tanda vital (ukur setiap 5 menit pada 15 menit pertama, selanjutnya disesuaikan dengan kebijakan lembaga)
24. Observasi klien untuk melihat adanya reaksi tranfusi
25. Pertahankan kecepatan infus yang diprogramkan dengan menggunakanpompa, jika perlu
26. Apabila tranfusi sudah selesai, bilas dengan normal saline
27. Bereskan alat, lepas sarung tangan
28. Cuci tangan
29. Kaji respon klien setelah tranfusi diberikan
30. Berikan reinforceament positif pada klien
31. Buat kontrak untuk pertemuan selanjutnya
32. Observasi timbulnya reaksi yang merugikan secara berkelanjutan
33. Catat pemberian darah atau produk darah yang diberikan dan respon klien terhadap terapi darah pada status kesehatan klien
34. Setelah tranfusi selesai, kembalikan kantong darah serta selang ke bank darah

TEKANAN DARAH

2011-11-13T05:33:00.000-08:00

TEKANAN DARAH

I. TUJUAN

Memahami prinsip kerja sphygmomanometer dalam pengukuran desakan darah arteri serta berbagai faktor yang mempengaruhinya.

II. DASAR TEORI
Tekanan darah adalah kekuatan yang diperlukan agar darah dapat mengalir di dalam pembuluh darah dan beredar mencapai seluruh jaringan. Tekanan darah dibedakan menjadi tekanan darah sistolik dan tekanan darah diastolik.
Tekanan darah sistolik adalah tekanan darah pada waktu jantung menguncup diakibatkan oleh kontraksi otot ventrikel (tekanan dari ventrikel meninggalkan jantung). Pada pemeriksaan darah, sistolik adalah bunyi yang pertama kali terdengar. Tekanan sistolik pada sistem vaskuler menyatakan puncak tekanan selama sistolik. Tekanan darah diastolik adalah tekanan darah pada saat jantung mengendor kembali atau tekanan darah dari atrium menuju ventrikel karena adanya kontraksi dari otot atrium.
Denyut jantung merupakan kecepatan atau frekuensi nadi yang diukur dengan meraba nadi di lengan. Kecepatan denyut jantung berpengaruh terhadap tekanan darah. Peningkatan curah jantung meningkatkan tekanan sistolik sedangkan peningkatan resistensi perifer meningkatkan tekanan diastolik. Naik turunnya tekanan darah manusia disebabkan oleh beberapa faktor baik secara langsung dan tidak langsung.
1. Faktor langsung
• Kekuatan pompa jantung
Sirkulasi darah terjadi bertepatan dengan aktivitas jantung. Rongga jantung yang berhubungan dengan tekanan darah adalah ventrikel. Jaringan otot ventrikel secara bergantian menguncup pada sistole dan melepaskan kuncupnya saat diastole.
• Keadaan pembuluh darah terutama pembuluh nadi
Batang nadi, arteri dan arterioli berdinding tiga lapis. Pada batang nadi dan pembuluh nadi besar, tunika media merupakan lapisan paling kuat. Tunika media dipengaruhi oleh syaraf vegetatif yang mengakibatkan jaringan otot dalam dinding pembuluh dapat mengejang atau merenggang. Jika otot mengejang maka rongga pembuluh darah akan melonggar dan tekanan darah akan menjadi rendah.
• Volume dan kepekatan darah
Semakin banyak volume dan semakin pekat konsentrasinya maka tekanan darahnya semakin tinggi karena ada energi potensial yang tersimpan.
2. Faktor secara tidak langsung
• Sistem saraf vegetatif atau somatik
Sitem saraf vegetatif ini tersusun dari simpatikus dan parasimpatikus. Sistem saraf ini disebut juga saraf otonom yang mengatur pekerjaan berbagai organ tubuh seperti jantung pembuluh darah serta organ lainnya tanpa diperintah. Keseimbangan saraf otonom dapat terganggu disebabkan berbagai hal, misalnya, stress, olahraga, bekerja, dan obat perangsang.
• Makanan sehari-hari
• Umur dan jenis kelamin
• Perubahan suhu
Detak jantung akan meningkat setiap kenaikan suhu 100C dan hal ini dikenal sebagai hukum Van’t Hoff.. tekanan setiap pembuluh dibawah jantung lebih tinggi dari pada pembuluh diatas jantung akibat efek gravitasi.
Tekanan darah arteri dapat diukur dengan metode auskultasi secara rutin. Metode ini menggunakan suatu manset yang dapat dipompa dihubungkan pada manometer air raksa.

III. ALAT DAN BAHAN
Alat :
- Sphygmomanometer
- Stetoskop
Bahan :
- Es
IV. CARA KERJA

1. Mencari terlebih dahulu pembuluh darah arteri branchialis dan mendengarkan bunyi desakan darah yang ada melalui stetoskop.
2. Mengikat lengan kiri praktikan dengan sphygmomanometer, serta udara diisikan di dalam pembebat sehingga air raksa menunjukkan angka 170-180 mm Hg.
3. Mengeluarkan udara secara perlahan-lahan dari sphygmomanometer sambil tetap mendengarkan bunyi desakan udara melalui tetoskop.
4. Mencatat tinggi permukaan air raksa tepat ketika bunyi desakan darah pertama yang terdengar serta bunyi desakan udara pertama kali menghilang sama sekali.
5. Mengulangi langkah di atas ketika tangan praktikan telah direndam dalam tempat yang berisi es selama ± 5 menit.
6. Mengulangi langkah di atas ketika praktikan telah berlari selama ± 5 menit.

V. HASIL PENGAMATAN

Nama praktikan Tekanan Sistole
(mmHg) Tekanan Diastole
(mmHg)
Diam Dingin setelah berlari Diam Dingin setelah berlari
Muhyidin 100 100 120 80 70 80
Erlix 120 109 135 74 64 80
Sodiq 141 136 145 64 68 80
Sodikin 90 83 117 55 70 77
Dedy 107 120 134 70 77 103

Nama praktikan Tekanan Sistole
(mmHg) Tekanan Diastole
(mmHg)
Diam Dingin setelah berlari Diam Dingin setelah berlari
Purity 83 76 91 60 53 61
Dyah 100 105 121 171 83 73
Nenik 107 103 117 77 77 90
Rosmala 93 90 107 70 65 80
Ulyana 132 110 142 71 65 68

VI. PEMBAHASAN
Pada praktikum kali ini dilakukan penghitungan tekanan darah dengan menggunakan spygnomanometer. Pengambilan data dilakukan dalam 3 keadaan yaitu dalam kondisi normal ( diam ), pada suhu rendah ( perendaman dalam es ), dan kondisi setelah beraktivitas. Dari data hasil pengamatan didapatkan hasil yang rata – rata hampir sama.
Tekanan darah pada keadaan diam lebih tinggi dari pada kondisi dingin tetapi lebih rendah dari pengukuran setelah melakukan aktivitas. Keadaan yang dingin mengakibatkan adanya relaksasi pada jantung, sehingga jantung bekerja memopa darah lebih lambat dari keadaan normal oleh sebab itu tekanan yang didapatkan lebih rendah dari keadaan normal. Sedangkan pada penghitungan tekanan darah setelah berlari didapatkan tekanan yang meningkat, hal ini disebabkan karena ketika beraktivitas jantung dipicu bekerja lebih keras untuk memasok kebutuhan oksigen yang bertambah ketika beraktivitas sehingga tekanan darah yang didapat, baik sistole maupun diastole berada diatas keadaan normal.
Namun dari data hasil pengamatan didapatkan adanya penyimpangan pada data salah satu praktikan yang memiliki tekanan darah sistole dan diastole pada keadaan dingin lebih tinggi dari keadaan normal yang seharusnya pada keadaan dingin tekanan darah menurun atau lebih kecil dari keadaan normal. Hal ini mungkin disebabkan karena kesalahan dalam pengukuran pada saat mendengan denyut pertama dan denyut terakhir dan mungkin juga disebabkan karena kondisi fisik si praktikan.
Selain penyimpangan terdapat dua data praktikan yang ekstrim. Data ekstrim diatas mungkin disebabkan karena kondisi kesehatan dari praktikan. Mungkin saja praktikan memiliki tekanan darah yang memang rendah atau pun tekanan darah tinggi sehingga baik sistole maupun diastole tidak berada dikisaran keadaan normal pada umumnya selain itu mungkin juga disebabkan karena kondisi praktikan pada saat itu misalnya menstruasi, anemia atau gangguan kesehatan lain yang dapat mempengaruhi tekanan darah. Perbedaan kondisi fisiologi setiap individu juga dapat menyebabkan adanya penyimpangan. Tekanan darah pada suatu angka tertentu dapat menjadi rendah bagi seseorang dan sekaligus tinggi bagi orang lain karena metabolisme dan kerja serta kebiasaan setiap orang berbeda – beda.
Ada pun beberapa faktor yang dapat menjadi penyebab adanya perbedaan tekanan darah yaitu :
• Jenis kelamin
• Obesitas
• Aktivitas
Perbedaan tekanan darah yang dipengaruhi oleh jenis kelamin dimana tekanan darah pria lebih besar dapat disebabkan karena pada pria dibutuhkan tenaga yang lebih besar sehingga dibutuhkan oksigen dalam jumlah yang lebih banyak dibandingkan wanita, hal ini memacu kerja jantung untuk beraktivitas lebih sehingga tekanan darah yang dihitung berdasarkan denyutan jantung juga akan semakin tinggi. Obesitas dapat mempengaruhi aktivitas seseorang, aktivitas ini tentu juga berhubungan dengan kebutuhan energi yang didukung oleh suplai oksigen dan metabolisme dalam tubuh. Gangguan metabolisme pada seseorang yang menderita obesitas dapat menyebabkan hipertensi. Faktor yang ketiga tentu sudah jelas, bahwa aktivitas seseorang sangat berhubungan erat dengan kerja jantung yang dapat berimbas pula pada tekanan darah seseorang.

VII. KESIMPULAN
• Nilai tekanan darah dipengaruhi oleh berbagai faktor, antara lain :
- Jenis kelamin
- Usia
- Aktivitas
- Suhu
• Tekanan darah sistolik adalah tekanan darah pada waktu jantung menguncup. Pada pemeriksaan darah, sistolik adalah bunyi yang pertama kali terdengar.
• Tekanan darah diastolik adalah tekanan darah pada saat jantung mengendor kembali. Pada pemeriksaan darah, sistolik adalah bunyi yang terakhir kali terdengar.
• Tekanan darah pada keadaan normal lebih tinggi dari pada keadaan suhu rendah ( dingin ) dan lebih rendah dari pada setelah beraktivitas ( tekanan darah setelah beraktivitas > tekanan darah normal > tekanan darah pada suhu rendah )

DAFTAR PUSTAKA

Ganong, William F. 1995. Buku Ajar Kedokteran. Edisi-17. EGC : Jakarta.
Pearce, Evelyn C. 1979. Anatomi dan Fisiologi untuk Paramedis. PT. Gramedia. Jakarta. Hal : 133-138.

RESPIRASI

2011-11-13T05:32:00.000-08:00

RESPIRASI

DASAR TEORI

Pernapasan mencakup dua proses , yaitu pernapasan luar (eksterna), yaitu penyerapan O2 dan pengeluaran CO2 dari tubuh secara keseluruhan ; serta pernapasan dalam (interna), yaitu penggunaan O2 dan pembentukan CO2 oleh sel-sel serta pertukaran gas antara sel-sel tubuh dengan media cair sekitarnya. Fungsi sistem pernapasan dalam proses pernapasan luar, yaitu proses pengambilan O2 dan pengeluaran CO2 dalam paru.
Pada keadaan istirahat, frekuensi pernapasan manusia normal berkisar antara 12-15 kali per menit. Satu kali bernapas sekitar 500 mL udara, tau 6-8 L udara per menit dimasukkan dan dikeluarkan dari paru. Udara ini akan bercampur dengan gas yang terdapat dalam alveoli, dan selanjutnya O2 masuk ke dalam darah di kapiler paru, sedangkan CO2 masuk ke dalam alveoli, melalui proses difusi sederhana.
Berbagai gas seperti metana dari usus halus dapat dijumpai di udara ekspirasi dalam jumlah kecil. Alkohol dan aseton akan dikeluarkan melelui udara ekspirasi apabila kadarnya dalam tubuh cukup memadai. Tekanan yang ditimbulkan oleh setiap gas (tekanan parsial gas) dalam suatu campuran gas dikalikan dengan tekanan total campuran gas. Komposisi udara kering adalah 20,98% O2, 0,04% CO2, 78,06% N2 dan 0.92% unsur inert lain, seperti argon, dan helium. Udara yang seimbang dengan air jenuh dengan uap air, dan udara inspirasi akan jenuh dengan uap air saat udara tersebut mencapai paru.
Gas berdifusi dari daerah bertekanan tinggi ke daerah bertekanan rendah, dan kecepatan difusi bergantung pada besar beda konsentrasi serta sifat sawar yang membatasi kedua daerah.

Anatomi paru
Setelah melalui saluran hidung dan faring, tempat udara pernapasan dihangatkan dan dilembabkan dengan uap air, udara inspirasi berjalan menuruni trakea, melalui bronkiolus, bronkiolus respiratorius dan duktus alveolaris sampai ke alveoli. Antara trakea dan sakus alveolaris terdapat 23 kali percabangan saluran udara. Adanya percabangan saluran udara majemuk ini sangat meningkatkan luas total penampang melintang saluran udara, dari 2,5 cm2 di trakea, menjadi 11.800 cm2 di alveoli. Akibatnya, kecepatan aliran udara di dalam saluran udara kecil sangat menurun mencapai nilai rendah.

Inspirasi dan ekspirasi
Paru dan dinding dada adalah struktur elastik. Tekanan di dalam “ruang” antara paru dan dinding dada (tekanan intrapleura) bersifat subatmosferik. Pada saat kelahiran, jaringan paru dikembalikan sehingga teregang, dan pada akhir ekspirasi tenang, kecenderungan daya rekoil jaringan paru untuk menjauhi dinding dada diimbangi oleh daya rekoil dinding dada ke arah yang berlawanan.
Inspirasi merupakan proses aktif. Kontraksi otot respirasi akan meningkatkan volume intratorakal. Tekanan intrapleura di bagian paru akan turun dari nilai nomal sekitar -2,5 mmHg pada awal respirasi , menjadi -6 mmHg. Selama pernapasan tenang, ekspirasi merupakan proses pasif yang tidak memerlukan kontraksi otot untuk menurunkan volume intratorakal. Namun pada awal ekspirasi, masih terdapat kontraksi ringan otot inspirasi. Kontraksi ini berfungsi sebagai perendam daya rekoil paru dan memperlambat ekspirasi.
Pada inspirasi kuat, tekanan intarpleura turun mencapai -30 mmHg, menimbulkan pengembangan jaringan paru yang lebih besar.

Volume paru
Jumlah udara yang masuk ke dalam paru setiap inspirasi (atau jumlah udara yang keluar dari paru setiap ekspirasi) dinamakan volume alun napas (tidal volume /TV). Jumlah udara yang masih dapat masuk ke dalam paru pada inspirasi maksimal, setelah inspirasi biasa disebut volume cadangan inspirasi (inspiratory reserve volume/ IRV). Jumlah udara yang dapat dikeluarkan secara aktif dari dalam paru melalui kontraksi otot ekspirasi setelah ekspirasi biasa disebut volume cadangan ekspirasi (ekspirasi reserve volume / ERV)., dan udara yang masih tertinggal dalam paru setelah ekspirasi maksimal disebut volume residu (residual volume / RV). Ruang di dalam saluran napas yang berisi udara yang tidak ikut serta dalam proses pertukaran gas dengan darah dalam kapiler paru disebut ruang rugi pernapasan. Pengukuran kapasitas vital, yaitu jumlah udara terbesar yang dapat dikeluarkan dari paru setelah inspirasi maksimal, seing kali disebut sebagai indeks fungsi paru. Pda keadaan normal , jumlah udara yang diinspirasikan selama satu menit (ventilasi paru, volume respirasi semenit) sekitar 6 L (500 mL/napas x 12 napas/menit). Ventilasi volunter maksimal (maximal voluntary ventilation/ MVV), atau yang dahulu disebut kapasitas pernapasan maksimum (maximal breahting capasity), adalah volume gas terbesar yang dapat dimasukkan dan dikeluarkan selama 1 menit secara volunter. Pada keadaan normal, MVV berkisar antara 125-170 L/menit.
Volume (L)
pria wanita
IRV
TV
ERV 3,3 1,9 Kapasitas
inspirasi
0,5 0,5
1,0 0,7 Kapasitas residu fungsional
RV 1,2 1,1
Kapasitas paru total 6,0 4,2

IRV : volume cadangan inspirasi RV : volume residu
TV : volume alun napas
ERV : volume cadangan ekspirasi
Volume respirasi semenit (istirahat) : 6 L/menit
Ventilasi alveolar (istirahat) : 4,2 L/menit
Ventilasi volunter maksimal (BTPS) : 125-170 L/menit
Kapasitas vitas berwaktu : 83% total dalam 1 detik; 97% dalam 3 detik
Kerja pernapasan tenang : 0,5 kg-m/menit
Kerja pernapasan maksimal : 10kg-m/menit

Tujuan :
• Memepelajari dan memahami proses respirasi.
• Menghitung kecepatan respirasi.
• Menegetahui volume tidal / inspirasi maksimal / ekspirasi / kapasitas total paru – paru.

Bahan dan Alat :
• Student Wet Respirometer
• Pipa peniup
Cara Kerja :
1. Menyiapkan tabung Wet Respirometer ( yang telah diisi dengan air ± 4,5 liter ).
2. Melalui pipa peniup, ambil nafas perlahan (catat angka yang ada pada piringan alat).
3. Ambil nafas sekuat – kuatnya, kemudian melalui pipa hembuskan nafas sekuat – kuatnya (catat angka yang ada piringan alat).
4. Ambil nafas biasa atau perlahan, kemudian melalui pipa peniup hembuskan nafas sekuat – kuatnya (catat angka yang ada pada piringan alat).
5. Ulangi percobaan di atas setelah praktikan melakukan gerakan olahraga (lari atau senam) lebih kurang selama 3 – 5 menit.

Hasil Pengamatan :
Kel V.tidal IRV ERV IC VC TLC = VC + RV
Sebelum berlari 1 1,1 1,9 2,4 3 5,4 6,6
2 0,9 2,3 1,4 3,2 4,6 5,8
3 0,8 0,3 1,4 1,1 2,5 3,7
4 1,1 0,8 1,3 1,9 3,2 4,4
5 1,4 2,6 2,2 4 6,2 7,4
6 1,1 1,9 1,4 3 4,4 5,6
7 1 1,8 1,3 2,8 4,1 5,3
8 0,8 2 1,6 2,8 4,4 5,6
9 0,8 1 1,3 1,8 3,1 4,3
10 0,5 1,6 1,2 2,1 3,3 4,5
11 1,1 1,5 1,2 2,6 3,8 4,0
12 1 1,8 1,2 2,8 4 5,2
Setelah berlari 1 2,1 0,6 1,5 2,7 4,2 5,4
2 2,1 1,5 0,6 3,6 4,2 5,4
3 1,1 0,2 1,3 1,3 2,6 3,8
4 1,2 0,9 1,3 2,1 3,4 4,6
5 2,3 0,8 1,2 3,1 4,3 5,5
6 2,1 1,6 1 3,7 4,7 5,9
7 1,4 2 1,5 3,4 4,9 6,1

8 0,9 2,2 1,9 3,1 5 6,2
9 0,5 1 1 1,5 2,5 3,7
10 0,8 1,8 1,3 2,6 3,9 5,1
11 1,4 1,9 1,4 3,3 4,7 5,9
12 1,1 1,9 1,4 3 4,4 5,6

Analisis Statistik

Keterangan:
Tidal = Volume Tidal sebelum beraktivitas (berlari)
Tidal _1 = Volume Tidal setelah beraktivitas (berlari)
ERV = Expiration Reserve Volume (Volume cadangan respirasi) sebelum beraktivitas (berlari)
ERV_1 = Expiration Reserve Volume (Volume cadangan respirasi) setelah beraktivitas (berlari)
IRV =Inspiration Reserve Volume (Volume cadangan inspirasi) sebelum beraktivitas (berlari)
IRV_1 =Inspiration Reserve Volume (Volume cadangan inspirasi) setelah beraktivitas (berlari)
IC = Inpiration Cavity (Kapasitas inspirasi) sebelum beraktivitas (berlari)
IC_1 = Inpiration Cavity (Kapasitas inspirasi) setelah beraktivitas (berlari)
VC = Vital Capacity ( Kapasitas vital) sebelum beraktivitas (berlari)
VC_1 = Vital Capacity ( Kapasitas vital) setelah beraktivitas (berlari)
TLC = Total Lung Capacity (Kapasitas total) sebelum beraktivitas (berlari)
TLC_1 = Total Lung Capacity (Kapasitas total) setelah beraktivitas (berlari)

 Volume Tidal (VT)
H0= Tidak ada perbedaan yang signifikan antara Volume Tidal sebelum beraktivitas dengan Volume Tidal setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara Volume Tidal sebelum beraktivitas dengan Volume Tidal setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,008, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara Volume Tidal sebelum beraktivitas dengan Volume Tidal setelah beraktivitas (berlari)

 Inspiration Reserve Volume (IRV=Volume cadangan inspirasi)
H0=Tidak ada perbedaan yang signifikan antara IRV sebelum beraktivitas dengan IRV setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara IRV sebelum beraktivitas dengan IRV setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,592, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara IRV sebelum beraktivitas dengan IRV setelah beraktivitas (berlari)

 Expiration Reserve Volume (ERV/ Volume cadangan respirasi)
H0=Tidak ada perbedaan yang signifikan antara ERV sebelum beraktivitas dengan ERV setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara ERV sebelum beraktivitas dengan ERV setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,246, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara ERV sebelum beraktivitas dengan ERV setelah beraktivitas (berlari)

 Inspiration Cavity (IC = Kapasitas inspirasi)
H0=Tidak ada perbedaan yang signifikan antara IC sebelum beraktivitas dengan IC setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara IC sebelum beraktivitas dengan IC setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,181, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara IC sebelum beraktivitas dengan IC setelah beraktivitas (berlari)

 Vital Capacity (VC = Kapasitas vital)
H0=Tidak ada perbedaan yang signifikan antara VC sebelum beraktivitas dengan VC setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara VC sebelum beraktivitas dengan VC setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,724, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara VC sebelum beraktivitas dengan VC setelah beraktivitas (berlari)

 Total Lung Capacity (TLC = Kapasitas total paru-paru) sebelum beraktivitas (berlari)
H0= Tidak perbedaan yang signifikan antara TLC sebelum beraktivitas dengan TLC setelah beraktivitas (berlari)
H1= Terdapat perbedaan yang signifikan antara TLC sebelum beraktivitas dengan TLC setelah beraktivitas (berlari)
Berdasarkan analisis statistik diperoleh t= 0,637, sedangkan dari tabel diperoleh t0,05= 1,796, karena t< t0,05 maka tolak H0 yang berarti terdapat perbedaan yang signifikan antara TLC sebelum beraktivitas dengan TLC setelah beraktivitas (berlari)

Pembahasan
Pada praktikum ini kami akan mengukur volume tidal , volume ekspirasi cadangan , volume inspirasi cadangan, serta kecepatan respirasi. Setelah itu akan dihitung atau ditentukan kapasitas total. Dalam percobaan pertama akan dibandingkan volume tidal , volume ekspirasi cadangan , volume inspirasi cadangan. Sedangkan pada percobaan kedua akan dibandingkan respirasi pada saat diam dan setelah melakukan aktivitas.
Literatur menyebutkan bahwa kapasitas vital paru-paru untuk laki-laki normal 4-5 liter, pada perempuan 3-4 liter, sedangkan kapasitas total paru-paru adalah sebesar 5800 ml atatau 5,8 liter dan volume respirasi per menit adalah sebesar 6000 ml atau 6 liter (Pearce, 1991) . Kapasitas vital bergantung pada banyak faktor, salah satunya kelenturan paru-paru. Paru-paru sebenarnya dapat menampung lebih banyak udara dibandingakan dengan kapaitas vitalnya, tetapi karena tidak mungkin untuk mengempiskan alveoli sepenuhnya, maka masih terdapat udara volume sisa (residual volume) dalam paru-paru sekalipun kita telah memaksa mengeluarkan sebanyak mungkin udara yang dapat kita keluarkan. Ketika paru-paru kehilangan kelenturannya karena penuan/penyakit, volume sisa meningkat dengan berkurangnya kapasitas vital (Campbell, 2003)
Dari hasil pengamatan diperoleh data VT sebelum beraktivitas= 0,9667 sedangkan VT setelah beraktivitas= 1,4167; IRV sebelum beraktivitas= 1,6250 sedangkan IRV setelah beraktivitas= 1,3667; ERVsebelum beraktivitas= 1,4917 sedangkan ERVsetelah beraktivitas= 1,2833; TLC sebelum beraktivitas= 5,2000 sedangkan TLCsetelah beraktivitas= 5,2667 (dalam satuan liter), dapat kita lihat bahwa rata-rata volume pernafasan sesudah beraktivitas lebih kecil bila dibandingkan sebelum beraktivitas. Hal ini dikarenakan pada saat beraktivitas laju metabolisme tubuh kita meningkat, pada saat seperti ini kebutuhan oksigen dan pembentukan karbondioksida meningkat. Pada saat berolahraga atau beraktivitas maka akan meningkatkan kegiatan paru-paru sehingga menyebabkan kapasitas difusi melalui membran semakin cepat. Karena kadar oksigen dalam darah menurun maka oksigen yang berdifusi dari alveolus ke darah semakin banyak sehingga sisa udara yang diekspirasikan setelah beraktivitas semakin kecil.

Kesimpulan
• Respirasi merupakan suatu proses yang sangat vital untuk kehidupan suatu organism karena menghasilkan energy yang dapat digunakan .
• Dari hasil pengamatan dapat kita lihat bahwa rata-rata volume pernafasan sesudah beraktivitas lebih kecil bila dibandingkan sebelum beraktivitas.
• Rata-rata volume respirasi berdasarkan hasil pengamatan (dalam satuan liter) :
VT sebelum beraktivitas= 0,9667 sedangkan VT setelah beraktivitas= 1,4167
IRV sebelum beraktivitas= 1,6250 sedangkan IRV setelah beraktivitas= 1,3667
ERVsebelum beraktivitas= 1,4917 sedangkan ERVsetelah beraktivitas= 1,2833
TLC sebelum beraktivitas= 5,2000 sedangkan TLCsetelah beraktivitas= 5,2667

Daftar Pustaka
Campbell, et al . 2003, Biologi, edisi kelima , jilid 2., Jakarta : Erlangga
Ganong, W. F., 2003, Fisiologi Kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC . Jakarta
Kimbal, John W. 1983. Biologi Jilid 2. Penerbit Erlangga, Jakarta.
Pearce, Evelyn C. 2002. Anatomi dan Fisiologi untuk Paramedis. PT. Gramedia Pustaka Utama, Jakarta.

PENETAPAN GOLONGAN DARAH

2011-11-13T05:30:00.000-08:00

PENETAPAN GOLONGAN DARAH

Tujuan :
Mempelajari dan memahami golongan darah dan reaksi aglutinasinya.

Bahan dan Alat :
• Larutan serum darah anti A dan B
• Larutan serum darah anti A+B
• Jarum lanset
• Kapas + alkohol 70%
• Gelas obyek
• Tusuk gigi

Keterangan botol antibody :
Antibody A  tutup botol warna biru
Antibody B  tutup botol warna kuning
Antibody AB  tutup botol warna putih

Dasar Teori
Golongan darah (blood type) adalah gambaran karakteristik sel-sel darah merah (eritrosit) seseorang yang dipengaruhi oleh jumlah dan jenis karbohidrat serta protein pada permukaan membran sel darah merah. Dalam kalimat lebih sederhana, golongan darah ditentukan oleh jumlah zat (antigen) yang terkandung di dalam sel darah merah (Anonim, 2005). Dua jenis penggolongan darah yang paling penting adalah penggolongan ABO dan Rhesus (faktor Rh). Di dunia ini sebenarnya dikenal sekitar 46 jenis antigen selain antigen ABO dan Rh, hanya saja lebih jarang dijumpai. Transfusi darah dari golongan yang tidak kompatibel dapat menyebabkan reaksi transfusi imunologis yang berakibat anemia hemolisis, gagal ginjal, syok, dan kematian.
Golongan darah manusia ditentukan berdasarkan jenis antigen dan antibodi yang terkandung dalam darahnya, sebagai berikut:
• Individu dengan golongan darah A memiliki sel darah merah dengan antigen A di permukaan membran selnya dan menghasilkan antibodi terhadap antigen B dalam serum darahnya. Sehingga, orang dengan golongan darah A-negatif hanya dapat menerima darah dari orang dengan golongan darah A-negatif atau O-negatif.
• Individu dengan golongan darah B memiliki antigen B pada permukaan sel darah merahnya dan menghasilkan antibodi terhadap antigen A dalam serum darahnya. Sehingga, orang dengan golongan darah B-negatif hanya dapat menerima darah dari orang dengan dolongan darah B-negatif atau O-negatif
• Individu dengan golongan darah AB memiliki sel darah merah dengan antigen A dan B serta tidak menghasilkan antibodi terhadap antigen A maupun B. Sehingga, orang dengan golongan darah AB-positif dapat menerima darah dari orang dengan golongan darah ABO apapun dan disebut resipien universal. Namun, orang dengan golongan darah AB-positif tidak dapat mendonorkan darah kecuali pada sesama AB-positif.
• Individu dengan golongan darah O memiliki sel darah tanpa antigen, tapi memproduksi antibodi terhadap antigen A dan B. Sehingga, orang dengan golongan darah O-negatif dapat mendonorkan darahnya kepada orang dengan golongan darah ABO apapun dan disebut donor universal. Namun, orang dengan golongan darah O-negatif hanya dapat menerima darah dari sesama O-negatif.
Jenis penggolongan darah lain yang cukup dikenal adalah dengan memanfaatkan faktor Rhesus atau faktor Rh. Nama ini diperoleh dari monyet jenis Rhesus yang diketahui memiliki faktor ini pada tahun 1940 oleh Karl Landsteiner. Seseorang yang tidak memiliki faktor Rh di permukaan sel darah merahnya memiliki golongan darah Rh-. Mereka yang memiliki faktor Rh pada permukaan sel darah merahnya disebut memiliki golongan darah Rh+. Jenis penggolongan ini seringkali digabungkan dengan penggolongan ABO.
Kecocokan faktor Rhesus amat penting karena ketidakcocokan golongan. Misalnya donor dengan Rh+ sedangkan resipiennya Rh-) dapat menyebabkan produksi antibodi terhadap antigen Rh (D) yang mengakibatkan hemolisis. Sistem ini belum pernah dideteksi dijaringan selain sel darah merah. D adalah komponen yang paling antigenik dan sebutan “ Rh + “ yang biasa digunakan berarti bahwa individu mempunyai aglutinogen D.
Tidak seperti antibodi – antibodi dalam sistem ABO, antibodi anti-D tidak dapat timbul tanpa adanya pemajanan individu D-negatif terhadap sel darah merah D-positif melalui transfusi atau masuknya darah janin ke dalam sirkulasi ibu. Hal ini disebut dengan “inkompatibilitas Rh” dimana perempuan yang pada atau di bawah usia melahirkan karena faktor Rh dapat mempengaruhi janin pada saat kehamilan. “Inkompatibilitas Rh” dapat muncul ketika seorang ibu dengan Rh-negatif mengandung janin Rh-positif. Pada saat terjadi persalinan, sejumlah kecil darah janin merembes ke dalam sirkulasi ibu dan pada masa pasca persalinan, akan dihasilkan titer aglutinin anti-Rh. Pada kehamilan berikutnya aglutinin ibu menyeberang plasenta menuju janin dan antibodi ini dapat menyebabkan hemolisis serta berbagai bentuk penyakit hemolitik pada bayi baru lahir ( eritroblastosis fetalis ).

Cara Kerja :
Penetapan Golongan Darah
1. Menyediakan gelas obyek yang bersih, membersihkan ujung jari telunjuk dengan alkohol 70% dan tusuklah dengam jarum lanset
2. Meletakkan 2 tetes darah di atas gelas obyek
3. Menetesi tetesan darah I dengan anti serum a, tetesan darah II dengan anti serum b,
4. Mencampurkan ke-2 campuran tetesan darah dan serum tadi dengan ujung tusuk gigi lalu digoyang-goyangkan
5. Mengamati hasil yang terjadi, apakah terjadi aglutinasi pada tetes darah yang ada, dan menentukan golongan darah sampel yang ada
6. Jika pada kedua tetesan darah tidak terjadi aglutinasi (penggumpalan), maka perlu satu tetes darah lagi yang dicampur dengan tetesan anti serum A+B. Untuk memastikan tidak terjadinya kesalahan pada anti serum a ataupun b.

Hasil pengamatan
Tabel Golongan Darah
Jenis kelamin: pria
No Nama Antibody A Antibody B Golongan Darah
1 Widodo TM M B
2 Ricky TM M B
3 Nanang M TM A
4 Doni TM TM O
5 Albait TM TM O
6 Andy M TM A
7 Rizki TM TM O
8 Bayu TM TM O
9 Prima M TM A
10 Hariono TM M B
11 Lantang M TM A
12
Sulaiman TM TM O
13 Dimas M TM A
Jumlah Gol darah A B AB O
5 3 - 5

No Nama Antibody A Antibody B Golongan Darah
1 Nita M TM A
2 Ayu TM TM O
3 Farida TM TM O
4 Okta TM M B
5 Grandis TM TM O
6 Pipit TM M B
7 Amprin TM TM O
8 Titin M M AB
9 Putri TM M B
10 Novita TM TM O
11 Erni TM TM O
12 Yunia TM TM O
13 Lutfi M TM A
14 Endah M TM A
15 Gading TM M B
16 Adita M TM A
17 Amel TM M B
18 Natan TM TM O
19 Erlis TM TM O
20 Ersi TM M B
Jumlah Gol darah A B AB O
4 6 1 9

Keterangan:
 TM = tidak menggumpal (tidak terjadi aglutinasi)
 M = menggumpal (terjadi aglutinasi)

Berdasarkan hasil pengamatan :
 Hasil Reaksi yang menunjukkan golongan darah A
Darah + serum anti A → terjadi aglutinasi
Darah + serum anti B → tidak terjadi aglutinasi
 Hasil Reaksi yang menunjukkan golongan darah B
Darah + serum anti A → tidak terjadi aglutinasi
Darah + serum anti B → terjadi aglutinasi
 Hasil Reaksi yang menunjukkan golongan darah AB
Darah + serum anti A → terjadi aglutinasi
Darah + serum anti B → terjadi aglutinasi
 Hasil Reaksi yang menunjukkan golongan darah O
Darah + serum anti A → tidak terjadi aglutinasi
Darah + serum anti B → tidak terjadi aglutinasi
Darah + serum anti A+B → tidak terjadi aglutinasi

Pembahasan
Pada praktikum penetapan golongan darah, kami mempelajari dan memahami golongan darah dan reaksi aglutinasinya. Untuk dapat mengetahui golongan darah dan reaksi aglutinasinya terlebih dahulu diambil sampel darah dari tiap – tiap anggota kelompok yang kemudian diteteskan sebanyak dua titik pada gelas obyek. titik darah tersebut ditetesi dengan antibodi Adan titik yang lain dengan antibody B yang kemudian diaduk / dicampur sehingga antibodi dan darah dapat bereaksi.
Pada beberapa sampel darah terjadi penggumpalan. Penggumpalan yang terjadi disebabkan karena dalam darah seseorang mengandung aglutinogen dan aglutinin . Seseorang dengan golongan darah A memiliki sel darah merah dengan aglutinogen A di permukaan membran selnya dan menghasilkan aglutinin β dalam serum darahnya sehingga ketika ditetesi dengan antibodi A, akan terjadi penggumpalan karena dalam serum darah terdapat aglutinin β. Demikian sebaliknya yang terjadi pada seseorang dengan golongan darah B dimana terdapat aglutinogen B dan aglutinin α, jadi ketika diberi antibodi B akan terjadi penggumpalan. Pada seseorang yang bergolongan darah O tidak terjadi penggumpalan, hal ini disebabkan karena pada seseorang yang bergolongan darah O memiliki aglutinin α dan β sehingga tidak terjadi penggumpalan pada pemberian antibodi A maupun B. dan sebaliknya pada seseorang dengan golongan darah AB. Namun untuk lebih memastikan, pada kedua tetes darah yang tidak mengumpal ketika diteteskan Anti serum A atau B, maka diperlukan satu tetes darah lagi dengan penambahan setetes Anti serum A+B, karena dikhawatirkan terjadi kesalahan karena darah tidak menggumpal, jika setelah penambahan anti serum A+B dan darah tidak menggumpal, maka dapat dipastikan darah tersebut bergolongan O.
Berdasarkan data hasil pengamatan, golongan darah O adalah yang paling banyak muncul dan golongan darah AB paling sedikit muncul. Hal ini karena pada golongan darah O, antigen A lebih umum dijumpai dibanding antigen B, sedangkan golongan darah AB memerlukan keberadaan dua antigen, A dan B, sehingga golongan darah ini adalah jenis yang paling jarang dijumpai di dunia.

Kesimpulan
 Seseorang bergolangan darah A memiliki antigen A dan antibodi β. Aglutinasi terjadi melalui pemberian antibodi A.
 Seseorang bergolangan darah B memiliki antigen B dan antibodi α. Aglutinasi terjadi melalui pemberian antibodi B.
 Seseorang bergolangan darah O tidak memiliki antigen A maupun B tetapi memiliki antibodi α dan β. Tidak terjadi aglutinasi melalui pemberian antibodi A maupun B.
 Seseorang bergolangan darah AB. memiliki antigen A dan B tetapi tidak memiliki antibodi α maupun β. Aglutinasi terjadi melalui pemberian baik antibodi A maupun B.

Daftar Pustaka
Asegaff, Hasan. 2006. Laboratorium R.S Al-Irsyad Surabaya. Tidak dipublikasikan
Campbell, et al . 2000, Biologi, edisi kelima , jilid 3., Jakarta : Erlangga
Dellman dan Brown.1992. Buku Teks Histologi Veteriner II. UI Press. Jakarta.
Elaine N, Marieb. 2001. Human Anatomy and Physiology. Benjamin Cumming, San Francisco.
Ganong, W. F., 2003, Fisiologi Kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC . Jakarta
Guyton dan Hall.1996. Buku Ajar Fisiologi Kedokteran, Edisi 9. Penerbit Buku Kedokteran EGC. Jakarta.
Kimball, John W.1983. Biologi Edisi Kelima Jilid 2. Erlangga. Jakarta.
Pearce C evelyn. 1995. Anatomi dan Fisiologi Untuk Paramedis. PT. Grameddia. Jakarta
Syamsuri, Istamar, dkk. 2003. BIOLOGI. Erlangga. Jakarta. Hal : 83.

LOKASI DAN WAKTU SENSASI RESEPTOR PENGECAP

2011-11-13T05:28:00.000-08:00

LOKASI DAN WAKTU SENSASI RESEPTOR PENGECAP

Tujuan
Mempelajari dan mengetahui lokasi reseptor pengecap pada manusia dan variasi waktu sensasinya.

Bahan dan Alat
• Bubuk gula
• Bubuk garam
• Bubuk asam sitrat
• Bubuk kina
• Air mineral
• Cotton bud
• Stop watch

Dasar Teori
Manusia memiliki lima alat indra, yaitu mata adalah indra penglihatan, telinga adalah indra pendengar, hidung adalah indra penciuman, kulit adalah indra peraba dan lidah adalah indera pengecap. Lidah tersusun atas otot – otot rangka yang berbentuk longitudinal , transversal dan sirkuler. Pada bagian dorsal lidah tertutup oleh selaput lendir sehingga selalu lembab dan tertutup papila – papila yang mengandung kuncup pengecapan ( taste buds ).
Taste buds (kuntum pengecapan), alat indera untuk pengecapan, merupakan badan ovoid yang berukuran 50 – 70 μm. Tiap-tiap kuntum pengecap terbentuk oleh 4 jenis sel, yaitu sel basal; sel tipe 1 dan 2, yang merupakan sel suspentakularis; dan sel tipe 3, yang merupakan sel reseptor pengecap (gustatorik) yang membuat hubungan sinaps dengan serat saraf sensorik. Leher dari sel-sel ini berhubungan satu sama lain dan dengan sel epitel di sekitarnya melalui tight junction. Kuntum pengecap ini dipersarafi oleh sekitar 50 serat saraf, dan sebaliknya, setiap serat saraf menerima masukan dari rata-rata 5 kuntum pengecap. Sel-sel basal berasal dari sel epitel yang mengelilingi kuntum pengecap. Sel-sel ini berdiferensiasi menjadi sel reseptor baru, dan sel reseptor lama secara terus-menerus diganti dengan waktu paruh sekitar 10 hari.

Gambar 1. Penampang Lidah dan papila

Pada manusia, kuntum pengecap terletak di mukosa epiglotidis, palatum, dan pharinx serta di dinding papila fungiformis dan papila valata lidah. Papila fungiformis merupakan struktur bulat yang paling banyak ditemukan dekat ujung lidah; papila valata adalah struktur menonjol yang tersusun membentuk huruf V di belakang lidah. Papila filiformis yang kecil berbentuk kerucut, dan menutupi badan dorsum lidah biasanya tidak mengandung kuntum pengecap.
Serat-serat saraf sensorik dari kuntum-kuntum pengecap di dua per tiga anterior lidah berjalan dalam cabang korda timpani n. Fasialis, dan serat-serat dari sepertiga posterior lidah mencapai batang otak melalui n. Glosofaringeus. Serat-serat dari daerah lain selain lidah mencapai batang otak melalui n. Vagus. Serat-serat pengecap yang bermielin tetapi menghantarkan impuls relatif lambat di ketiga saraf tersebut bersatu di nukleus traktus solitarius medula oblongata.
Manusia memiliki 4 macam pengecapan (rasa) dasar; manis, asam, pahit dan asin. Zat yang pahit terutama di kecap di belakang lidah, yang asam di sepanjang tepi lidah, yang manis di ujung lidah, dan yang asin di dorsum anterior lidah. Zat yang asam dan pahit juga terasa di palatum yang juga agak peka terhadap manis dan asin. Keempat modalitas ini dapat dirasakan di pharinx dan epiglotis. Dari hasil penelitian memperlihatkan bahwa ada sel pengecap berespons paling baik terhadap rangsang pahit sedang sel pengecap yang lain berespons paling baik terhadap manis, asam dan asin. Selain itu diduga ada modalitas pengecap tambahan yaitu umami. Modalitas ini mengindrai rasa glutamat dan glutamat monosodium yang banyak digunakan dalam makanan Asia. Varian reseptor glutamat metabotropik , mGluR4 terpotong (truncated), mungkin merupakan reseptor untuk rasa ini.
Asam (acid) terasa asam (kecut), di rangsang oleh kation H+, rasa asin dihasilkan oleh Na+, babaerapa senyawa organik juga terasa asin misalnya dipeptida lisiltaurin dan ornitiltaurin. Mayoritas zat yang terasa manis adalah zat organik. Sukrosa, maltosa, laktosa, dan glukosa adalah contih yang paling dikenal. Dua protein yang diisolasi dari buah arbei Afrika, traumatin dan morelin, terasa 100.000 kali lebih manis daripada sukrosa dengan molar yang sama. Zat yang paling sering digunakan untuk menguji rasa pahit adalah kina sulfat, senyawa ini dapat dideteksi dalam konsentrasi 8μmol/L. Senyawa organik lain, terutama morfin, nikotin, kafein, dan ureum terasa pahit. Garam-garam anorganik lain, seperti magnesium, amonium, dan kalsium juga terasa pahit, rasa ini disebabkan adanya kation (ion positif).

Cara Kerja
1. Membersihkan mulut dengan berkumur air mineral
2. Meletakkan sedikit bahan ( gula, garam, asam sitrat, kina ) berturut-turut pada lidah bagian ujung depan – tepi depan – tepi belakang – pangkal tengah
3. mencatat dan menentukan daerah mana yang paling tegas/ tajam rasanya terhadap masing-masing bahan praktikum ( selalu berkumur terlebih dahulu sebelum mengganti bahan praktikum yang lainnya, misalnya dari gula akan diganti dengan garam)

Untuk menghitung/ mencari waktu sensasi :
1. Membersihkan rongga mulut dengan berkumur dengan air mineral
2. Menentukan waktu sensasi dengan bantuan stop watch dengan cara berikut :
• Mengeringkan permukaan lidah dengan kertas tissu dan pertahankan agar lidah tetap berada di luar mulut
• Meletakkan sedikit gula pada lokasi yang sudah diketahui ( dari percobaan di atas) sambil mulai menghidupkan stop watch
• Matikan stop watchnya ketika sudah mulai terasa sensasinya dan mencatat waktunya
• Berkumur dengan air lagi, tetapi tidak dengan mengeringkan lidah lagi, lalu mengulangi langkah di atas ( tenggang waktu antar percobaan 3-5 menit)
• Mengulangi percobaan di atas dengan bahan yang berbeda ( garam, asam sitrat, kina )
Hasil pengamatan
Lokasi sensasi pada lidah

Tabel Hasil Pengamatan Waktu Sensasi

Replikasi Waktu sensasi (detik)
Gula
(Manis) Garam
(Asin) Kina
(Pahit) Asam sitrat (Asam)
1 73 11,8 2,4 2,4
2 13 13 13 5,5
3 4 4,3 6 2
4 2 4,5 1 2,4
5 6 12 26 31
6 1,5 2,5 2 31
7 1 2 2 2
8 2,5 4 8 5
9 5 3,3 1 1,3
10 2,4 1 1,9 2,1
11 5 7 6 4
Rerata 10,491 5,945455 6,3 8,063636
STDEV 20,9967 4,350716 7,508528 11,41764

Keterangan: Angka yang berwarna biru merupakan waktu tercepat

Pembahasan
Dalam praktikum kali ini kami mencoba menetukan lokasi reseptor pengecap pada manusia dan variasi waktu sensasinya.. Menurut teori ada 4 pengecap dasar yang digunakan untuk mengetahui lokasi reseptor dan variasi waktu sensasinya, Dimana pada bagian ujung lidah lebih sensitif terhadap rasa manis, pada bagian tepi depan lidah lebih sensitif terhadap rasa asin, bagian tepi belakang lidah lebih sensitif terhadap rasa asam dan pada bagian pangkal lidah lebih sensitif terhadap rasa pahit. Dari data hasil pengamatan dapat kita ketahui waktu tercepat yang kami tandai dengan tinta biru merupakan waktu sensasi tercepat pada masing-masing lokasi reseptor pada lidah.
Setelah kami analisa ternyata tidak semua praktikan mempunyai lokasi reseptor yang sesuai dengan teori. Setiap orang/praktikan memiliki waktu sensasi tercepat (sensitifitas) yang berbeda-beda pada tiap lokasi reseptor. Hal ini dapat kita lihat pada praktikan pertama yang kurang peka terhadap rasa manis pada ujung lidahnya dan juga rasa asin pada tepi depan lidah. Praktikan kedua kurang peka terhadap rasa manis pada ujung lidah, pahit pada pangkal lidah, dan asam pada tepi belakang lidah. Praktikan ke lima kurang peka terhadap rasa asam pada tepi belakang, asin pada tepi depan, dan pahit pada pangkal lidahnya. Praktikan keenam kurang peka terhadap rasa pahit pada pangkal lidah, sedangkan kelompok lain relatif memiliki sensitivitas yang normal sesuai dengan teori. Sedangkan apabila kita lihat dari data keseluruhan standar deviasi waktu sensasi tercepat dari empat reseptor rasa, maka terjadi penyimpangan yang tinggi pada reseptor rasa manis dan asam. Ketidaksesuaian atau penyimpangan yang terjadi kemungkinan disebabkan oleh kesalahan prosedur kerja selama praktikum. Pada saat pemberian substrat, lidah tetap menjulur keluar sampai mulai terasa pengecap dari substrat yang diletakkan tetapi kelompok kami memasukkan lidah sesaat setelah substrat diletakkan. Memasukkan lidah dapat merancukan catatan waktu sehingga merancukan lokasi reseptor pengecap juga. Ketika lidah dimaksukkan maka dapat tercampur dengan saliva sehingga rasa lebih cepat dikenali. Kelembaban pada permukaan lidah dapat juga mempengaruhi kecepatan sensasi rasa yang diperoleh. Zat harus terlarut dalam kelembaban mulut untuk dapat diindra oleh kuncup pengecap. Produksi saliva dapat membantu untuk mengenali suatu rasa. Saliva berfungsi dalam pengaturan kelembaban yang dapat mempengaruhi kerja dari kuncup pengecap. Banyaknya substrat yang diletakkan juga berpengaruh terhadap waktu sensasi reseptor pengecap. Jika substrat yang diletakkan banyak maka akan lebih cepat terasa jika dibandingkan dengan substrat yang sedikit. Kemungkinan lain adalah adanya kelainan pengecapan seperti ageusia ( hilangnya daya pengecapan ), hipogeusia ( berkurangnya kepekaan pengecapan ), dan disgeusia ( distorsi daya pengecapan ) ( Gayton & Hall, 1997 ). Tingkat sensitivitas lidah seseorang juga mempengaruhi kemampuannya mengecap suatu rasa. Ada beberapa hal yang mempengaruhi sensitivitas ini. Sensitivitas mungkin disebabkan struktur dari lidah itu sendiri yang rusak atau tidak bagus akibat dari pola makan seseorang. Hal lain yang mempengaruhi sensitivitas adalah proses pengantaran rangsang dari organ menuju otak, hal tersebut biasanya terjadi pada orang uang kondisi tubuhnya lemah (sakit) sehingga daya tanggap terhadap rangsang sedikit terganggu. Cepat lambatnya seseorang dalam mengecap rasa dapat dipengaruhi oleh kecepatan penghantaran rangsang yang diberikan jika dalam penyampaian rangsang tersebut terjadi gangguan maka dapat mempengaruhi waktu sensasi yang dihasilkan.

Kesimpulan
• Manusia memiliki 4 macam modalitas cita rasa dasar yang spesifik, yaitu: manis pada ujung lidah, asin pada tepi depan, asam pada tepi belakang, dan pahit pada pangkal lidah, akibat dari taste bud yang berbeda-beda.
• Lokasi reseptor pengecap tidak sama pada tiap orang.
• Waktu sensasi reseptor pengecap berbeda pada tiap orang.

Daftar Pustaka
Ganong, W. F., 2003, Fisiologi Kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC: Jakarta

Gayton & Hall., 1997 , Fisiologi Kedokteran , Penerbit Buku Kedokteran EGC : Jakarta
Kimball, J. W. 1983. Biologi Jilid 3 edisi kelima. Penerbit Erlangga: Jakarta.
Pearce, E.C, 2000, Anatomi & Fisiologi untuk Paramedis, PT. Gramedia: Jakarta

PENGUKURAN KADAR HEMOGLOBIN

2011-11-13T05:26:00.000-08:00

PENGUKURAN KADAR HEMOGLOBIN

Tujuan
Mempelajari dan memahami prinsip kerja cara penentuan kadar Hb dengan metode sahli ( pembentukan asam hematin ).

Bahan dan Alat :
• Haemometer resistant
• 0,1 N HCl
• Darah kapiler / intra cardiac
• Akuades
• Jarum suntik ukuran 2,5 ml
• Pipet kapiler
• Botol penampung darah

Dasar Teori
Hemoglobin merupakan protein yang banyak mengandung zat besi dan memiliki afinitas terhadap oksigen untuk membentuk oksihemoglobin di dalam eritrosit. Dari mekanisme tersebut dapat berlangsung proses distribusi oksigen dari pulmo menuju jaringan (Pearce, 1991). Pada hemoglobin manusia dewasa normal (hemoglobin A), terdapat 2 jenis rantai polipeptida yang dinamakan rantai α dan rantai β. Pada rantai α, masing-masing mengandung 141 gugus asam amino, sedangkan pada rantai β masing-masing mengandung 146 rantai asam amino. Sehingga hemoglobin A dinamai α2β2. Akan tetapi tidak semua hemoglobin dalam darah dewasa normal merupakan hemoglobin A, sekitar 2,5% hemoglobin merupakan hemoglobin A2, tempat rantai β diganti oleh rantai δ (α2δ2) (Ganong, 2001).
Adanya hemoglobin dalam darah ini menyebabkan eritrosit berwarna merah, karena hemoglobin merupakan penyusun 30% dari total isi eritrosit (Mutschler, 1991). Hemoglobin mempunyai berat molekul 64.450 dan merupakan suatu molekul yang dibentuk oleh 4 rantai polipeptida, dimana pada tiap polipeptida melekat pada gugus heme. Heme adalah suatu turunan porfirin yang mengandung besi (Fe). Polipeptida ini dinamai secara bersama sebagai bagian dari globin dari molekul hemoglobin. Adapun fungsi dari hemoglobin ini adalah sebagai alat transportasi O¬2 serta membawa hasil akhir proses respirasi CO2.
Sintesis Hemoglobin berlangsung dalam sumsum tulang. Sintesis hemoglobin dimulai pada tahap eritroblast dan berlangsung hingga tingkat retikulosit dan kemudian menjadi eritrosit matur. Sel darah muda yang telah keluar dari sumsum tulang tetap membentuk hemoglobin pada hari berikutnya. Sintesis tersebut dimulai dari kondensasi glisin dan suksinil koenzim A (CoA) dibawah aksi enzim kunci δ-aminolevulinic acid sintetase (ALA-sintetase) untuk membentuk ALA (Amino Levulinic Acid) selanjutnya ALA mengalami dehidrasi menjadi phorphobilinogen oleh enzim ALAD (ALA Dehidratase). Setelah melewati beberapa tahapan reaksi, senyawa phophobilinogen mengalami perubahan bentuk menjadi protoporfirin. Salah satu senyawa protoporfirin, yaitu protoporfirin IX akan berikatan dengan Fe membentuk heme. Heme bereaksi dengan globin dimana 4 molekul heme berikatan dengan satu molekul globin dan ion logam Fe¬2+ dengan bantuan enzim ferrochelatase membentuk hemoglobin (Hoffbrand dan Petit, 1987 ; Palar, 1994 ; Darmono, 1995 ; Sadikin, 2001).

Kandungan Hb normal rerata adalah 16 g / dL pada pria dan 14 g / dL pada wanita yang semuanya terdapat pada eritrosit ( Ganong, 2001 ). Kekurangan kadar Hb dalam darah dapat menyebabkan anemia.

Cara kerja :
• Mencari terlebih dahulu pembuluh darah arteria branchialis dan kelurkan darahnya + 1,0 ml (jika menggunakan manusia) atau keluarkan darah melalui intra cardiac (jika menggunakan hewan coba tikus), meletakkan darah dalam botol penampung (yang sudah diberi sedikit EDTA).
• Mengisi tabung pengencer / pengukur hemometer dengan 0,1 N HCl sampai menunjukkan angka 2.
• Menghisap darah dengan pipet Hb sampai angkanya menunjukkan 20, menghapus darah yang melekat pada ujung pipet.
• Sebelum mengalami penjedalan, memasukkan darah kedalam tabung pengencer hemometer yang telah berisi 0,1 N HCl.
• Menghisap HCl dalam tabung kedalam pipet dan dikeluarkan lagi, ulangi sampai 3 kali.
• Mendiamkan selama 8-10 menit.
• Mengencerkan dengan menambahkan akuades setetes demi setetes sambil diaduk dengan batang pengaduk, sampai warnanya sesuai dengan warna standart.
• Membaca angka yang sesuai dengan tinggi permukaan larutan darah ( menunjukkan kadar Hb ).
• Mengulangi perlakuan diatas sampai 3 kali.

Hasil Pengamatan

Darah Kelompok
1 2 3 4 5 6 7 x
Manusia
( g / dL ) I
II
x 14,3
14,7
14,5 15,8
13,2
14,5 14
14,4
14,2 11,8
13,2
12,2 9,8
13,2
11,5 16,4
15,4
15,9 13,8
13,6
13,7 -
-
13,78
Mencit
( g / dL ) I
II
x 10,1
9,8
9,9 10,9
10,3
10,6 10
10,8
10,4 8,6
8,8
8,7 10,2
10,0
10,1 8,9
10,6
9,75 9,4
11,8
10,6 -
-
10,01

Pembahasan
Pengukuran kadar hemoglobin ( Hb ) dalam darah. Ada dua cara pengukuran kadar Hb, yaitu :
• Metode Sahli ( dengan menggunakan 0,1 N HCl )
• Metode Cyanmeth Hb-Drabkins ( menggunakan spektrofotometer )
Pada praktikum kali ini digunakan metode Sahli untuk mengukur kadar Hb. Metode Sahli mengandalkan pembentukan asam hematin yang kemudian diukur kadarnya dengan cara membandingkan warna hasil pengenceran dengan warna standart. Pada langkah – langkah cara kerja menggunakan metode Sahli harus dilakukan penghisapan larutan HCl yang telah dicampur dengan darah yang kemudian dikeluarkan lagi dan diulang sebanyak 3 kali hal ini dimaksudkan untuk menghomogenkan larutan campuran darah dan HCl serta untuk memasukkan udara (O¬2 ). Setalah homogen, kemudian larutan campuran didiamkan selama 8 – 10 menit, hal ini dimaksudkan agar Hb bereaksi dengan HCl sehingga dapat terbentuk asam hematin dan kadar asam ini dapat dihitung dan yang sekaligus kadar Hb juga dapat diketahui.
Penggunaan HCl dalam praktikum kali ini bertujuan untuk melisiskan eritrosit sehingga Hb yang terdapat dalam eritrosit dapat keluar dan bereaksi dengan HCl membentuk asam hematin.
Dari hasil percobaan, kelompok kami mendapatkan kadar Hb pada manusia ( ♂ ) adalah sebesar 15, 9 g / dL, dan pada mencit sebesar 9,75 g / dL. Dari data seluruh kelompok setelah dirata – rata didapatkan kadar Hb manusia sebesar 13,78 g / dL dan kadar Hb pada mencit sebesar 10,01 g / dL. Apabila data kadar Hb pada manusia dari kelompok kami dibandingkan dengan data rata – rata seluruh kelompok maka didapatkan hasil yang cukup jauh berbeda. Namun, data kami tidak jauh berbeda dengan literatur yang kami dapat sehingga dapat diperoleh persentase kesalahan yang kecil, yaitu sebesar 0,625%. Perbedaan yang mencolok dengan kelompok yang lain mungkin disebabkan karena kekurangan dari metode Sahli itu sendiri.
Pada metode Sahli membutuhkan ketelitian visualisasi praktikan dalam membandingkan warna yang diperoleh dari pengenceran dengan warna standart. Dengan demikian dapat dikatakan bahwa penilaian dalam pengambilan data sangat subjektif mengingat kemampuan visualisasi tiap individu berbeda – beda.

Kesimpulan
• Kadar Hb pada manusia ( ♂ ) adalah sebesar 15, 9 g / dL.
• Kadar Hb pada mencit adalah sebesar 9,75 g / dL.

Daftar pustaka
Ganong, W. F., 2001, Fisiologi kedokteran, penerbit Buku Kedokteran EGC . Jakarta
Pearce, C.E., 1991 . Anatomi dan Fisiologi untuk Paramedis, PT.Gramedia Pustaka Utama, Jakarta
Sadikin, M., 2001, Biokimia Darah, Widya Medika, Jakarta
Sturkie, P. D. and P. Griminger. 1976. Blood: Physical Characteristics, Formed Elements, Haemoglobin, and Coagulation. Avian physiology D Edition. Springer-Verlay New York.

PENGARUH MIKROBA TANAH PENGHASIL ZPT TERHADAP PERTUMBUHAN Zea mays L.

2011-11-13T05:21:00.000-08:00

BAB I
PENDAHULUAN

1.1 Latar Belakang
Tanaman jagung merupakan komoditas strategis untuk pertanian lahan kering. Permasalahan umum yang dihadapi petani jagung antara lain: penggunaan benih bukan varietas unggul, jarak tanam tidak teratur, serta pemupukan yang tidak sesuai anjuran. Seringkali petani memberikan pupuk sintetis secara berlebihan atau bahkan kurang karena tidak mampu membeli pupuk.
Penggunaan bahan-bahan kimia tersebut baik disadari maupun tidak, telah mengakibatkan dampak negatif pada lingkungan (Pelczar & Chan, 2006). Dalam upaya mengurangi pencemaran lingkungan pada lahan pertanian yang disebabkan karena penggunaan pupuk kimia secara berlebihan, maka dilakukan alternatif lain sebagai pupuk yang ramah lingkungan. Dalam hal ini digunakanlah mikroorganisme tanah penghasil zpt. Sebagai contoh aktifitas mikroba dalam pupuk hayati yang menambat N yaitu Azospirillum dan Azotobacter. Selama ini petani hanya mengandalkan Nitrogen dari Urea, padahal ini sangat berat dari sudut makro serta tidak efektif, dapat memacu percepatan terkurasnya deposit gas negara sebagai bahan baku Urea dan kerusakan lingkungan di lahan pertanian. Dari sudut mikro biaya produksi petani sangat tinggi dan kurang sehat hasilnya. Hal penting yang sering terlupakan yaitu menyuplai bahan organik di lahan pertanian secara rutin dalam jumlah seimbang untuk mencukupi kebutuhan neraca hara dalam tanah.
Menurut Pan et.al. (1999) dan Timmusk, et. al. (1999) bahwa beberapa tanah yang dapat menghasilkan fitohormon yang berpotensi untuk menyumbangkan system pertanian yang berkelanjutan. Fitohormon yang dihasilkan bakteri tanah dapat mempengaruhi pertumbuhan tanaman baik secara langsung maupun tidak langsung. Secara tidak langsung fitohormon dari bakteri ini dapat menghambat organisme pathogen pada tanaman. Sedangkan pengaruh secara langsung ZPT ini adalah untuk meningkatkan pertumbuhan tanaman dan dapat bertindak sebagai fasilitator dalam penyerapan beberapa unsur hara dari lingkungan.

1.2 Tujuan
1. Mengetahui pengaruh mikroba tanah penghasil zpt terhadap pertumbuhan tanaman Zea mays.
2. Mengetahui peranan mikroba tanah terhadap pertumbuhan tanaman Zea mays.
3. Mengamati perbedaan pertumbuhan masing-masing tanaman pada berbagai perlakuan.

1.3 Rumusan Masalah
1. Bagaimana pengaruh mikroba tanah penghasil ZPT terhadap pertumbuhan tanaman Zea mays?
2. Bagaimana peranan mikroba tanah terhadap pertumbuhan tanaman Zea mays?
3. Bagaimana perbedaan pertumbuhan masing-masing tanaman pada berbagai perlakuan?

1.4 Hipotesis
Mikroba tanah dapat mempengaruhi pertumbuhan tanaman Zea mays karena menghasilkan ZPT yang memacu pertumbuhan akar, batang, dan daun.

1.5 Manfaat Penelitian
1. Penelitian ini dapat dimanfaatkan dalam pengembangan pembuatan pupuk hayati yang ramah lingkungan.
2. Penelitian ini dapat bermanfaat sebagai kontribusi pada perkembanngan ilmu dan pengetahuan terutama dalam bidang pertanian.
3. Penggunaan mikroba tanah menghasilkan bibit yang unggul.
BAB II
TINJAUAN PUSTAKA

2.1 Mikroba tanah penghasil ZPT
Mikroorganisme yang hidup di dalam tanah dan bersimbiosis dengan tanaman yang menghasilkan ZPT. Secara tidak langsung fitohormon dari bakteri ini dapat menghambat organisme patogen pada tanaman. Sedangkan pengaruh secara langsung ZPT ini adalah untuk meningkatkan pertumbuhan tanaman dan dapat bertindak sebagai fasilitator dalam penyerapan beberapa unsur hara dari lingkungan. Dan ada juga ZPT yang dihasilkan menjadi penghambat dalam pertumbuhan tanaman.
Jenis mikroorganisme penghasil ZPT dapat dibedakan menjadi bakteri penambat N (Azospirillum dan Azotobacter ) dan bakteri pelarut P ( Pseudomonas ). Selain memiliki kemampuan menambat Nitrogen, Azospirillum sp. Mampu menghasilkan zat pengatur tumbuh seperti auksin, IAA, giberelin, serta senyawa yang menyerupai sitokinin (Venkateswarlu dan Rao, 1983). Azospirillum yang menghasilkan IAA mampu mempercepat pertumbuhan tanaman, perkembangan akar lateral, merangsang kerapatan dan panjang rambut akar, yang pada akhirnya menyebabkan peningkatan serapan hara pada tanaman padi sehingga meningkatkan tinggi tanaman padi dan menjadikan bakteri ini berfungsi sebagai pupuk hayati. (Lestari et al, 2007). Selain Azospirillum sp., Azotobacter chroococcum, A. vinelandii dan A. paspali juga mampu menghasilkan auksin (Azcon & Barea, 1975).
Bakteri Pseudomonas merupakan bakteri hidrokarbonoklastik yang mampu mendegradasi berbagai jenis hidrokarbon. Penggunaan bakteri pelarut P sebagai pupuk hayati mempunyai keunggulan antara lain hemat energi, tidak mencemari lingkungan, mampu membantu meningkatkan kelarutan P yang terserap, menghalangi terserapnya P pupuk oleh unsur-unsur penyerap dan mengurangi toksisitas Al3+, Fe3+, dan Mn2+ terhadap tanaman pada tanah asam. Pada jenis-jenis tertentu mikroba ini dapat memacu pertumbuhan tanaman karena menghasilkan ZPT serta menahan penetrasi pathogen akar karena mikroba ini mampu mengkolonisasi akar dan menghasilkan senyawa antibiotik (Setiawati,2003).
2.2. Tanaman Jagung (Zea mays)
Jagung merupakan komoditas palawija utama di Indonesia ditinjau dari aspek pengusahaan dan penggunaan hasilnya, yaitu sebagai bahan baku pangan dan pakan. Kebutuhan jagung terus meningkat seiring dengan meningkatnya permintaan bahan baku pakan. Akibat dari krisis ekonomi yang berkepanjangan menyebabkan terhambatnya upaya peningkatan produksi jagung. Penyediaan sarana produksi terutama pupuk yang sangat dibutuhkan petani mulai terganggu akibat naiknya harga pupuk, sehingga penggunaan pupuk oleh petani tidak sesuai dengan rekomendasi (Sarasutha, 2002). Tanaman jagung merupakan tanaman yang responsif terhadap pemupukan, yang terlihat nyata pada warna daunnya. Ketika warna daunnya agak kekuningan, berarti tanaman tersebut kekurangan Nitrogen. Oleh karena itu, jagung sering disebut sebagai indikator Nitrogen. Gagal atau suksesnya petani jagung dari aspek pemupukannya sangat didominasi oleh seberapa banyak Nitrogen yang diberikan, dan kecukupan unsur hara yang lain.

BAB III
BAHAN DAN METODE
3.1 Waktu dan Tempat
Penelitian ini dilaksanakan pada tanggal 9 Februari 2011 sampai 11 Maret 2011 di Kompartemen Riset PT. Petrokimia Gresik.
3.2 Bahan
Bahan yang digunakan adalah bibit tanaman jagung siap tanam, dan beberapa mikroba tanah yang diperlakukan.
3.3 Metode Penelitian
Proses awal, inokulasi bakteri atau mikroba tanah ke dalam media cair (Nutrient Broth) kemudian dilakukan pen-shaker-an selama kurang lebih 1-2 hari. Selanjutnya, mempersiapkan media tanam berupa tanah pada polybag dengan berat kurang lebih 10 Kg beserta bibit tanaman jagung yang sudah siap tanam. Kemudian dilakukan pengenceran mikroba sampai 10-7 atau setara dengan dosis 0,5%. Lalu, dilakukan penyemprotan hasil pengenceran mikroba tanah pada tanah (media tanam) dan akar tanaman jagung. Dilakukan 6 kali pengulangan pada tiap-tiap perlakuan. Kemudian pengamatan perkembangan tanaman jagung dilakukan setiap minggu dengan melihat parameter tinggi tanaman, jumlah daun, batang dan akar.

DAFTAR PUSTAKA

Timmusk, S., B. Nicander, U. Granhall, E. Tillberg. 1999. Cytokinin Production by Paenibacillus polymyxa. Soil Biologi and Biochemistry 31 (1999) 1847 – 1852.
Pan, B. et. al. 1999. Plant-growth-promoting rhizobacteria and kinetin as way to promote corn growth and yield in a short-growing-season area. European Journal of Agronomy 11 (1999) 179 – 186.
Setiawati, C. 2003. Peranan Bakteri Terhadap Dinamika fospat. Unibraw Malang.
Pelczar, M. J & E. C.S. Chan. 2006. Dasar-Dasar Mikrobiologi. Jilid 2. Jakarta: penerbit Universitas Indonesia
http://bangkittani.com/ Bangkit Tani/Menyiasati Karakter Jagung Sebagai Indikator Nitrogen.htm

KARAKTERISASI MAKROSKOPIS DAN MIKROSKOPIS SPESIES PENICILLIUM

2011-11-13T05:20:00.000-08:00

KARAKTERISASI MAKROSKOPIS DAN MIKROSKOPIS SPESIES PENICILLIUM

TUJUAN
Untuk mengetahui karakterisasi/deskripsi makroskopis dan mikroskopis 4 spesies Penicillium

ALAT DAN BAHAN
o Cawan petri
o Object glass
o 2 logam penyangga
o Pipet volume
o Beker glass 200ml
o Aquades steril
o Media PDA
o Jarum ose
o Timbangan
o Alkohol
o 4 spesies biakan murni kapang Penicillium

LANDASAN TEORI
Mikroorganisme memiliki peranan sangat penting, karena mikroorganisme merupakan agen biologi penghasil antibiotik yang sangat penting dalam proses pencatatan berbagai macam penyakit. Penicillium adalah genus kapang dari kelas ascomycetes. Peran pentingnya dalam lingkungan alam serta produksi makanan dan obat. Salah satu dari genus ini menghasilkan penisilin, yaitu sebuah molekul yang digunakan sebagai antibiotik , yang membunuh atau menghentikan pertumbuhan beberapa jenis bakteri di dalam tubuh. Menurut Fungi Dictionary (edisi 10, 2008), genus luas berisi lebih dari 300 spesies (Wikipedia, 2011). Beberapa contoh produk antibiotik, yaitu penisilin yang dapat dihasilkan oleh Penicillium notatum (Indrawati, 2006) dan Penicillium chrysogenum, salah satu dari genus Penicillium, telah lama dikenal sebagai antibiotik. Antibiotik berasal dari kata Yunani tua, yang merupakan gabungan dari kata anti (lawan) dan bios (hidup). Kalau diterjemahkan bebas menjadi "melawan sesuatu yang hidup". Penicillium sp. adalah genus fungi dari ordo Hypomycetes, filum Askomycota. Penicillium sp.memiliki ciri hifa bersepta dan membentuk badan spora yang disebut konidium. Konidium berbeda dengan sporangim, karena tidak memiliki selubung pelindung seperti sporangium. Tangkai konidium disebut konidiofor, dan spora yang dihasilkannya disebut konidia. Konidium ini memiliki cabang-cabang yang disebut phialides sehingga tampak membentuk gerumbul. Lapisan dari phialides yang merupakan tempat pembentukan dan pematangan spora disebut sterigma. Beberapa jenis Penicillium sp. yang terkenal antara lain P. notatum yang digunakan sebagai produsen antibiotik dan P. camembertii yang digunakan untuk membuat keju biru (Purves dan Sadava, 2003).
Menurut Hoeller (1999) telah mengisolasi 45 isolat Penicillium dari 11 jenis spons, untuk meneliti diversitas, aktivitas biologik, dan metabolit sekunder dari fungi yang diisolasi dari spons (dalam Indrawati Gandjar, 2006). Jamur ini berwarna hjjau kebiruan dan tumbuh baik pada buah-buahan yang telah masak, roti, nasi, serta makanan bergula. Hidup secara saprofit di berbagai tempat, terutama pada substrat yang mengandung gula (seperti nasi, roti, dan buah yang telah ranum). Berkembang biak secara vegetatif dengan membentuk konidia. Konidia dibentuk pada ujung hifa. Hifa pembawa konidia disebut konidiofor. Sehingga setiap konidia dapat dapat tumbuh membentuk jamur baru. Konidiofor nya berbentuk seperti sikat/kuas reproduksi generatif dengan membentuk askus, namun reproduksi secara generatif sulit ditemukan.
Antibiotika di dunia kedokteran digunakan sebagai obat untuk memerangi infeksi yang disebabkan oleh bakteri atau protozoa. Antibiotika adalah zat yang dihasilkan oleh suatu mikroba, terutama fungi/jamur, yang dapat menghambat atau dapat membasmi mikroba jenis lain.

CARA KERJA
- Disediakan 4 preparat kapang untuk diamati karakteristik makroskopis dan mikroskopisnya untuk kemudian digambar. Setelah itu ditentukan preparat manakah yang merupakan kapang Penicillium.
- Mengamati makroskopis kapang dengan melihat bagian atas dengan mengamati warna koloni, struktur koloni dll. Mengamati bagian bawah pula (reverse side) dengan mengamati warna, ada/tidak garis radial, lingkaran konsentris dll. Kemudian digambar.
- Mengamati mikroskopis kapang dengan melihat hifa, ada tidaknya metula, dll.
- Untuk pengamatan mikroskopis, letakkan slide kultur hasil penanaman minggu sebelumnya (Hasil praktikum II) pada mikroskop, amati masing-masing spesies Penicillium, gambarlah bentuk mikroskopisnya, hifa, spora, dll.
- Untuk pengamatan makroskopis, amati kultur Penicillium pada kultur cawan petri, lihat bagian atas amati warna koloni, struktur koloni dll, amati pula bagian bawah (reverse side) amati warna, ada/tidak garis radial, lingkaran konsentris dll, gambarlah.
- Untuk biakan yang sudah di amati, sebelum dibuang harus disterilkan dulu dengan autoclave, kemudian buanglah kapang pada tempat sampah, cucilah semua cawan petri dan alat lainnya untuk mempersiapkan praktikum IV
- Untuk persiapan pengamatan praktkum IV, siapkanlah slide kultur dan kultur cawan petri untuk 3 spesies Rhizopus, lakukan hal yang sama dengan cara kerja praktikum I.

HASIL PENGAMATAN
Tabel 1. Gambar Makroskopis Kapang
No. Jenis Kapang Warna Tekstur Koloni Zonasi Radial Furrow Tetes Eksudat
Top Reverse
1 A Hijau tua di tengah dengan lingkaran tepi warna putih Coklat Bludru - √ √
2 B Putih Kuning Bludru - - -
3 C Hijau di tengah dengan lingkaran tepi warna putih Putih Bludru - - √
4 D Hijau di tengah dengan lingkaran tepi warna putih Putih Bludru - - -

Tabel 2. Karakteristik Mikroskopis Kapang
No Jenis Kapang Bentuk Spora/Konidia Konidiofor/ Sporangiofor Bentuk Conidial head
1 A Bulat monotematous Bentuk botol
2 B Bulat synnematous Bentuk botol
3 C Bulat monotematous Bentuk botol
4 D Bulat - Bentuk botol

PEMBAHASAN

Untuk mengidentifikasi spesies apakah yang dipakai pada waktu praktikum kali ini adalah dengan cara melihat karakteristik secara makroskopis dan mikroskopis. Berdasarkan hasil pengamatan dari karakteristik makroskopis didapatkan: jenis kapang A memiliki warna bagian atas (top side) hijau tua dengan lingkaran tepian luarnya berwarna putih sedangkan warna bagian bawahnya (reverse side) berwarna agak kecoklatan, memiliki kenampakan radial furrow yang masih belum terlihat jelas karena usia kapang yang masih muda, dan memiliki sedikit tetes-tetes eksudat. Jenis kapang B warna atasnya hijau tua dengan bagian lingkaran tepinya berwarna putih sedangkan warna bawahnya putih dan hanya memiliki tetes eksudat. Jenis kapang C warna atasnya hijau di tengah sedangkan warna bawahnya putih dan tidak memiliki kenampakan radial furrow ataupun tetes eksudat. Jenis kapang D warna bagian atasnya putih sedangkan bagian bawahnya berwarna kuning dan tidak memiliki kenampakan radial furrow ataupun tetes eksudat juga. Untuk kenampakan zonasi pada semua jenis kapang tidak terlihat, dikarenakan usia koloni yang masih muda. Pada umumnya kenampakan yang lain juga terlihat sedikit sekali. Untuk tekstur koloni semua jenis kapang (A, B, C, D) bertekstur seperti bludru.
Hasil pengamatan bagian mikroskopis, kapang jenis A, B, C, D memiliki ciri-ciri bentuk spora/konidia bulat dan bentuk conidial headnya seperti botol. Tipe konidiofor/sporangiofor dari kapang jenis A : monotematous, kapang jenis B : synnematous dan kapang jenis C : monotematous sedangkan kapang jenis D bukan genus dari kapang.
Menurut identifikasi hasil pengamatan makroskopis dan mikroskopis kapang maka diketahui bahwa jenis kapang A adalah spesies dari Penicillium crysogenum, karena berdasarkan ciri-ciri dari literatur bahwa koloni berwarna hijau kekuningan atau hijau agak biru pucat sedangkan bila berumur tua warna akan semakin gelap, koloni menghasilkan tetes eksudat yang berwarna kuning hingga hialin. Jenis kapang B adalah spesies dari Penicillium expansum ciri-ciri dari literatur bahwa koloni berwarna kuning hingga hijau kebiruan, bagian reverse side berwarna kekuningan atau coklat kekuningan. Jenis kapang C adalah spesies dari Penicillium citrinum ciri-ciri dari literatur bahwa koloni berwarna biru kehijauan, bagian reverse side berwarna kuning hingga jingga. Jenis kapang D adalah bukan spesies dari Penicillium karena tidak memiliki ciri-ciri seperti Penicillium.

KESIMPULAN

Menurut identifikasi hasil pengamatan makroskopis dan mikroskopis kapang maka diketahui bahwa jenis kapang A adalah spesies dari Penicillium crysogenum. Jenis kapang B adalah spesies dari Penicillium expansum. Jenis kapang C adalah spesies dari Penicillium citrinum. Jenis kapang D adalah bukan spesies dari Penicillium.

DAFTAR PUSTAKA

Gandjar, Indrawati. 2006. Mikologi: Dasar dan Terapan. Jakarta: Yayasan Obor Indonesia.
Gandjar, Indrawati, dkk, 2000. Pengenalan Kapang Tropik Umum. Jakarta: IKAPI DKI Jakarta.
Anonim. 2011. Penicillium. http://en.wikipedia.org/wiki/Penicillium diakses pada tanggal 12 Oktober 2011.
Ian C Uthenian. 2011. Kingdom Fungi. http://www.scribd.com/doc/31470592/Kingdom-Fungi diakses pada tanggal 12 Oktober 2011.
Monruw. 2011. Morfologi Jamur Benang. http://monruw.wordpress.com/2011/06/18/morfologi-jamur-benang-kapang/ diakses pada tanggal 12 Oktober 2011.
Tyan, Rumz. 2011. Makalah mikrobiologi: Manfaat Jamur Penicillium sp. Di Bidang Industri. http://www.scribd.com/doc/40485533/MAKALAH-penisilin diakses pada tanggal 12 Oktober 2011.

LATAR BELAKANG PENGENDALIAN POPULASI AEDES AEGYPTI DENGAN MENGHAMBAT PERKEMBANGBIAKKAN LARVA MENGGUNAKAN PREDATOR DARI ORDO ODONATA SEBAGAI METODE PEN

2011-11-13T05:13:00.000-08:00

Perubahan iklim dan pemanasan global dalam beberapa tahun terakhir menyebabkan meningkatnya insidensi penyakit tropis. Peningkatan suhu udara dunia berperan dalam penyebaran penyakit tropis dan vektor penyakit. Penyakit tropis yang dibahas di karya tulis ilmiah ini lebih dispesifikasikan pada penyakit demam berdarah. Dimana penyakit demam berdarah ini, semakin tahun jumlah penderitanya bertambah. Hal ini dibuktikan dari data rumah sakit di provinsi Bali merawat pasien demam berdarah sebanyak 25 sampai 30 orang per hari. Bahkan, selama Januari dan Februari, di Kota Denpasar sudah mencapai 200 orang yang dirawat karena demam berdarah. Diperkirakan tahun 2011 ini, jumlah kasus tersebut akan meningkat terus karena faktor cuaca yang tidak menentu (Sutedja, 2011). Di daerah Sumenep, Jawa Timur, menurut data Dinkes, Sumenep terdapat 62 kasus demam berdarah yang terjadi pada Januari hingga awal Juli ini tersebar di 46 desa di 17 Kecamatan (Lamamul, 2011). Penyakit Demam berdarah dengue (DBD) juga masih menjadi ancaman serius bagi warga Jakarta. Hingga Maret 2011, jumlah kasus DBD di ibukota telah mencapai 1.141 kasus. Tingginya kasus DBD ini membuktikan pemprov belum serius melakukan penanganan secara sungguh-sungguh (Hidayat, 2011). Kepala Dinas Kesehatan DKI Jakarta, Dien Emmawati mengatkan, kasus DBD memang masih ada. Namun jumlahnya terus mengalami penurunan dari tahun ke tahun (Dien, 2011). Sedangkan penyumbang virus DBD terbanyak adalah dari Surabaya dan Jakarta. Karena jumlah kasus demam berdarah di Indonesia tercatat masih tinggi, bahkan paling tinggi dibanding negara lain di ASEAN. Indonesia pun dijuluki menjadi juara demam berdarah di ASEAN (health.detik.com, 2011).
Dari beberapa kasus di atas, ini membuktikan bahwa penanganan untuk kasus demam berdarah dengue (DBD) di Indonesia belum maksimal. Hal ini menggugah kami untuk berpikir lebih dalam mengembangkan metode pencegahan yang ramah lingkungan. Meskipun ada pernyataan bahwa DBD di Indonesia sulit diberantas karena laju perkembangbiakan nyamuk Aedes aegypti yang menularkan penyakit itu cukup cepat. Upaya pemberantasan jentik nyamuk selalu kalah cepat dari perkembangbiakan nyamuk tersebut. Memang sudah banyak upaya untuk mencegah meluasnya penyakit tersebut. Namun, upaya yang dilakukan masih sangat kurang. Tindakan preventif seperti pengasapan (fogging), penaburan bubuk abate, dan sebagainya itu tidaklah cukup untuk menghambat perkembangbiakkan nyamuk Aedes aegypti.
Sebenarnya Penyakit DBD yang disebar oleh nyamuk Aedes aegypti ini dipicu oleh kondisi lingkungan yang tidak dikelola dan dijaga kebersihannya dengan baik. Sampah seperti kaleng bekas, wadah plastik yang terbuka, bak penampung air yang tidak dikuras, dan benda-benda lain yang bisa menampung air lainnya yang banyak terdapat di pemukiman, perumahan yang bisa menampung air hujan menyebabkan pertumbuhan nyamuk Aedes aegypti tumbuh subur, karena nyamuk ini bertelur di air yang tertampung, menjadi jentik dan menjadi nyamuk dewasa. Dengan strategi mengembalikan ekosistem lingkungan dengan baik dan termanajemen (konservasi lingkungan) yang membutuhkan waktu dan kesadaran tinggi dari individu keberhasilannya bisa diandalkan. Selain mengembalikan ekosistem lingkungan, yang perlu dilakukan adalah menghambat pertumbuhan dari larva Aedes aegypti sebelum tumbuh menjadi nyamuk dewasa. Dengan cara, menghadirkan predator dari larva Aedes aegypti ini. Predator tersebut adalah hewan dari ordo Odonata atau yang biasa disebut capung. Capung juga dikenal sebagai elang nyamuk merupakan agen pengawal yang berkesan. Larva capung (naiads) memakan jentik-jentik dalam penampungan air sementara capung dewasa pula memburu dan memakan nyamuk dewasa, terutama nyamuk harimau asia yang terbang pada waktu siang (Wikipedia, 2011).

Wujudkan Indonesia Sehat 2015

2011-11-13T05:11:00.000-08:00

Tema: Tropical Desease
Subtema: Pendekatan Sosial Ekologi Pada Penyakit Tropis di Indonesia

Indonesia merupakan negara dengan kepadatan penduduk yang cukup tinggi serta iklim yang cenderung tropis. Tidak heran bila Indonesia menjadi negara dengan endemik penyakit tropis. Berbagai macam penyakit tropis menjangkit masyarakat Indonesia. Salah satu penyakit tropis yang sering membawa korban terbanyak adalah “demam berdarah”. Hal ini dibuktikan dari data rumah sakit di provinsi Bali merawat pasien demam berdarah sebanyak 25 sampai 30 orang per hari. Bahkan, selama Januari dan Februari, di Kota Denpasar sudah mencapai 200 orang yang dirawat karena demam berdarah. Diperkirakan tahun 2011 ini, jumlah kasus tersebut akan meningkat terus karena faktor cuaca yang tidak menentu (Sutedja, 2011). Di daerah Sumenep, Jawa Timur, menurut data Dinkes, Sumenep terdapat 62 kasus demam berdarah yang terjadi pada Januari hingga awal Juli ini tersebar di 46 desa di 17 Kecamatan (Lamamul, 2011). Penyakit Demam berdarah dengue (DBD) juga masih menjadi ancaman serius bagi warga Jakarta. Hingga Maret 2011, jumlah kasus DBD di ibukota telah mencapai 1.141 kasus.
Tingginya kasus DBD ini cukup mengenaskan. Apalagi Indonesia masih tercatat menjadi negara paling tinggi dengan kasus DBD di ASEAN. Lebih-lebih lagi penyumbang tertinggi virus ini adalah dari kota Jakarta dan Surabaya (health.detik.com, 2011). Menurut Dien Emmawati (Kepala Dinas Kesehatan DKI Jakarta), kasus DBD memang masih ada namun jumlahnya semakin menurun dari tahun ke tahun. Tahun 2010, total kasus DBD pada bulan Mei tercatat sejumlah 1.494 dibandingkan pada bulan Mei 2009 yang mencapai 2.470 kasus (beritajakarta.com, 2010).
Menurunnya jumlah kasus DBD terhitung masih tinggi dalam lingkup se-ASEAN. Hal ini yang harus dilirik pemerintah Indonesia agar lebih memaksimalkan pemberantasan dari virus DBD ini. Namun, tidak hanya pemerintah saja yang bertindak tegas, setiap individu pun harus melakukan hal yang sama.
Mengapa harus ada ketegasan di semua pihak? Karena kondisi ekologis Indonesia saat ini sudah sangat memburuk. Lingkungan yang buruk merupakan pemicu dari hadirnya berbagai perubahan iklim, penyakit tropis dan bencana alam. Perubahan iklim dan pemanasan global dalam beberapa tahun terakhir menyebabkan meningkatnya insidensi penyakit tropis. Peningkatan suhu udara dunia berperan dalam penyebaran penyakit tropis dan vektor penyakit. Bencana alam yang sering terjadi, seperti banjir merupakan faktor pendukung dari penyebaran berbagai penyakit.
Untuk negara yang sedang berkembang seperti Indonesia ini, memang pembangunan diperlukan. Namun, pembangunan juga memberikan dampak negatif bagi kelangsungan hidup orang banyak. Padatnya perumahan, gedung-gedung, areal hutan dan sawah dijadikan rumah mengakibatkan rusaknya ekosistem. Tanpa melihat begitu banyaknya rakyat kecil yang berada di sekitar areal tersebut. Menyebabkan terhambatnya aliran air sehingga banjir sering melanda, sanitasi yang buruk, pembuangan limbah pabrik di sungai, semuanya jauh dari yang dinamakan “sehat” itu sendiri.
Sehat juga dimulai dari individu. Kebiasaan masyarakat Indonesia yang beranggapan acuh dan seenaknya sendiri jugalah menjadikan salah satu faktor kerusakan lingkungan tersebut. Membuang sampah di selokan, sungai, sembarang tempat sudah menjadi tradisi di kalangan masyarakat. Kurangnya pemahaman arti kesehatan inilah yang harus ditanamkan dan penjelasan dampak paling buruk yang diakibatkan oleh tindakan tersebut.
Upaya Pemerintah Indonesia merealisasikan Sasaran Pembangunan Milenium pada tahun 2015 akan sulit karena pada saat yang sama pemerintah juga harus menanggung beban pembayaran utang yang sangat besar. Program-program MDGs seperti pendidikan, kemiskinan, kelaparan, kesehatan, lingkungan hidup, kesetaraan gender, dan pemberdayaan perempuan membutuhkan biaya yang cukup besar (Wikipedia, 2011). Oleh karena itu, khusus membahas program kesehatan dan lingkungan hidup perlu dilakukan oleh masing-masing individu dengan beberapa tim penggerak untuk menjalankan program kerjanya.

Beberapa tindakan kritis dari aktivis lingkungan

WALHI (Wahana Lingkungan Hidup Indonesia) telah mendesak pemerintahan SBY sejak tahun 2009 lalu dalam upaya tindakan darurat pemulihan ekologis Indonesia melalui program restorasi ekologis (Berri Nahdian Forgan, 2009). Program seperti ini penting dilakukan karena persediaan SDA Indonesia dan kondisi lingkungan yang berada di titik kritis.
Menurut The Society for Ecological Restoration (TSER), restorasi ekologi sebagai aktivitas yang disengaja untuk memulai atau mempercepat pemulihan ekosistem sehubungan dengan integritas dan keberlanjutan. Praktik restorasi ekologi meliputi, luasnya cakupan proyek termasuk pengendalian erosi, reboisasi, penggunaan spesies asli genetik lokal, menghilangkan spesies non-asli dan gulma, revegetasi daerah terganggu, pencahayaan aliran, reintroduksi spesies asli, serta target perbaikan habitat dan spesiesnya.

Profile

2011-05-29T07:40:00.001-07:00

Say hello,,
Meet and Greet with me online in internet world!!

Get information from newbie,,

Let me introduce myself,,

My name: Wilda .Chusnia
Age: 21 Years old
From: Mojokerto
Now stay at: Surabaya
Occupation: Collegian of Airlangga University
Other job:
"freelancer, blogger, scientiest and each other"

vission:
"to get my challenge in all competition is might be reach!" never say never

mission:
"will be scientist that have an ability in technology information"

Contact

2011-05-29T07:35:00.000-07:00

Hai kawan blogger semua, pengen kontak-kontakan sama saya?
caranya mudah,
via email, kamu bisa saling emailan sama aku di wildachuz@gmail.com or chuz_nia@yahoo.com

via ym messenger, kamu bisa add aku di chuz_nia@yahoo.com kalo lagi ol bareng yuk mari chat rame2 :D

via facebook, kamu bisa add di emailq yg chuz_nia@yahoo.com okee

via twitter, kamu bisa follow aku di @chuz_nia tar aku follback deh

via koprol, kamu bisa add as friend/alert q di koprolku add wilda30 yah

via mig33, nih pakke nick ini wilda_nia aku sering ol atau email di wilda_nia@mig33.com

apalagi yah??? sms?? telpon??? silahkan add yg diatas dulu aja... hehehe numbx belakangan yach

thanks for all your attention :)

Advertise

2011-05-29T07:32:00.000-07:00

Hai semua kawan blogger, wildablog membuka kesempatan buat kamu-kamu yang pengen blognya ditampilkan disini, bisa request disini gratis.. koment aja tar q backlink deh web/blog kamu. Begitu sebaliknya.. jadi sama-sama untung disini...

Gratis tanpa bayar.. itung-itung saling membantu sesama..

ok keep blogging and stay informatively

CARA MEMPERCEPAT DAN STABILIN KONEKSI INTERNET

2011-05-27T06:30:00.000-07:00

Tips ini sudah saya uji coba dan berhasil lhoch sampai sekarang mantep... buat twitteran, facebookan, macem2 lah termasuk download lagu!!!
berhubung saya internetan pake wireless modem buatan Huawei tipe E1550 yang ga begitu canggih jadi memerlukan trik ini. Jika anda sama dengan saya, anda sudah tepat berada disini hehehe....

saya memakai modem yang kebetulan jaringannya GSM. saya sebelumnya hoby ganti-ganti kartu [maunya sih yang murah malah selangit hehehe] dari yang sebulan 125.000 - sekarang cm 24.900 saja ngirit ga sih?? apalagi jaringannya jg lumayan! bukan promo tapi pengalaman saja.

oke langsung saja menuju topik utama hohohohoho......

pertama kalo kamu kebetulan pk modem sama dengan merek kayak aku silahkan kamu buka file modem kamu lalu pilih menu tools kemudian options maka muncul menu ke-2
lalu pilih network . dan pilih jaringannya UMTS ONLY atau bagi yang ada pilihan GSM, CDMA, WCDMA pilih yang WCDMA klik Apply dan OK.
Dengan cara ini maka anda akan mendapatkan hanya jaringan tertinggi saja oke gak jadi ga ngerasain EDGE lagi deh apa lagi GPRS!

cara berikutnya biar lebih lebih cepet lu bisa ngeping pake cara gue hehehe [gue loe gue loe]

buka start, run, ketikkan CMD

lalu muncul menu dos berikut dan ketikkan ping www.yahoo.com -t -l 5 kemudian tekan ENTERSetelah ditekan ENTER muncul berikut ini

ini hasilnya system bakalan ngeping tiap detik ke IP khusus itu. silahkan anda coba pake website yang lain apa ada perubahan??? hehe semooga membantu soalnya saya sudah terbantu banyak buat bikin tugas biar cepet :D

ini hasil speed internet saya meski masih kalah sama speedy, aha, dll tp saya ccukup puas, secara saya di pedalaman :(

bisa di zoom untuk melihatnya hehehe

VIPRE 4.0.3904 PREMIUM ANTIVIRUS

2011-05-27T05:47:00.000-07:00

antivirus yang baru-baru ini muncul di tahun 2011 yang telah menyaigi pesaing teratasnya seperti Kaspersky, BitDefender, dll pada peringkat pertama ini telah mengguncangkan sebagian besar dunia maya.

Siapa ga kaget coba, baru aja muncul dan terkenal tapi udah menyaingi antivirus papan atas. Pasti semua banyak yang tanya... sebenarnya apa sih kehandalannya sampai bisa menjadi peringkat pertama berdasarkan review www.pcantivirusreviews.com????

Setelah saya baca, kalo berdasarkan harga jual harganya standar kok dengan yang lainnya.. (tetep mahal dan berbayar :D) ternyata setelah dilanjutkan membaca, eh ternyata si Vipre (si cobra) filenya simpel, enteng abis bahkan super enteng... jadi waktu scan dia ga makan memori banyak. juga waktu startup pertama ga ngefek buat logon windows... tetep ok.. kalo yang lain beh bisa beratt.. kalo masalah updater offline sama kok gedhenya... (65mb an)

saya mulai tertarik buat nyoba si kecil nan imut ini, gimana sih mantepnya apa iya gituloh... saya coba nyari file gratisannya mungkin aja ada. eh lha kok banyak.... tapi saya ga mau yang trial or free... so gimana dunk solusinya??????

tenang semua ada caranya..... dan ini tujuan saya share ke khalayak umum agar bisa dinikmatin sama-sama. sok atuh disimak penjelasannya... :)

1. Download Vipre 4.0.3904 premium DISINI [password: www.remo-xp.com]
2. install programnya dulu sampai finish [exit aja dulu kalo minta register/register later jika minta pengantifan wizard]
3. buka program Viprenya
4. pilih help
5. pilih register
6. maka anda memasuki menu seperti dibawah ini

7. Masukkan data aktivasi "masukkan key dengan = 00000 00000 00000 00000 00000
full name, last name dan email sesuaikan dengan data diri anda

8. kemudian klik OK
9. Maka akan keluar pop-up registrasi ke-2 yang menyuruh anda memasukkan kode khusus untuk aktivasi selanjutnya.
10. cara no.9, buka file keygen [bawaan download vipre tadi] jalankan [ jika ketika anda jalankan vipre akan memblok program key generator ini cara satu2nya adalah menjalankan keygen sebelum anda menginstall program vipre anda.]
11. setelah masuk di program keygen, masukkan tahun masa habis antivirus yang anda inginkan (maksimal sampain tahun 2999) untuk expiration date PC life time y pilih aja tahun maksimalnya
12. klik GENERATE
13. klik COPY TO CLIPBOARD lalu exit programnya
14. sekarang anda masukkan ke menu pop-up registrasi ke-2 tadi (cara ke-9)
15. lalu OK
16. Dan lihat hasilnya maka antivirus anda sudah bisa digunakan secara gratis

oh yaa saya kasih tau saja kalau update, mending download offline.. kesempatan 100% gak failed lah.. klik disini buat ngelink updaternya [minimal ya 1minggu sekali di update]

berdasarkan teman saya yg udah pake, computernya pk antivirus lain ga detect virus apapun setelah pk vipre lah ternyata ada virusnya. nasib y kompi nya untung dibasmi vipre......

buat yang lain met nyoba jgn lupa ngomennya duonkk....... thengs remo-xp yg udah jd inspirasi ini.... :)

INTERNET DOWNLOAD MANAGER 6.05 FREE

2011-02-14T22:55:00.000-08:00

Sebelum saya lanjutkan menulis, saya ingin bertanya, apakah anda seorang 'downloader maniac' jika ya? Berarti sama .... Hanya bercanda sebelum tipsnya dimulai.

Oke segera saja,
Mungkin jika anda menggunakan browser cepat seperti GOOGLE CHROME atau MOZILLA FIREFOX pun kecepatan downloadnya tidak menjamin. Memang sebenarnya semua tergantung ISP yang anda pakai saat ini. [ saat saya menulis semua ini saya selalu berganti-ganti ISP dengan harapan coba-coba dapat menemukan yang murah dan cepat, tapi apa buktinya, semua ya sama saja. Memang harga membawa wajah mungkin?] Kembali ke topik. Maksimum kecepatan download yang pernah saya rasakan menggunakan speedy atau entah apa di warnet soalnya, sampai 45Kbps lumayan bagi kita khan? Tapi bagaimana yang berinternet dan download menggunakan MODEM biasa di rumahnya? Dan memakai lokal operator baik CDMA maupun GSM?

Berdasarkan pengalaman pribadi hasil coba-coba ganti software mempercepat download hanya yang saya rasakan simpel dan mudah juga bebannya ringan sehingga tidak memakan memori CPU banyak yaaaa, IDM atau kepanjangan dari INTERNET DOWNLOAD MANAGER. Karena keterkenalannya di kalangan netter, hingga saat ini IDM telah merilis versi barunya dengan versi IDM 6.05 Hebat bukan?

Tapi jika anda hanya mendownloadnya saja, mungkin anda akan merasakan versi trial [versi percobaan] selama 30 hari. [LEMES DEH...!!!!]

Tunggu dulu........
Ada kok caranya biar bisa dipakai gratisan! [lagi-lagi gratisan! Jangan-jangan murahan juga kualitasnya? :O ] Jangan negatif thinking donk, ini eksplorasi saya, dan selama ini berhasil dan tetap saya lakukan oke-oke saja. Bila tidak berminat itu kembali ke sikap anda. hehehehe bercanda atuhhh...

Caranya adalah mem-PATCH program idm yang sudah anda punya tadi biar jadi full version. Ada juga dengan meng-CRACK program idm tersebut. Memang ilegal caranya. Jika ingin legal ya dibeli programnya. Masalahnya saya tidak punya uang dollar hehehe.....

oke, ikuti langkah-langkah dibawah ini :

1. Download IDM Trial version KLIK DISINI
2. Download PATCH IDM supaya jadi full version KLIK DISINI
3. Install IDM 6.05 tadi sampai selesai
4. Klik kanan gambar bunder tandanya idm di menubar bawah pojok kanan [deretan start] klik EXIT
5. Buka hasil download PATCH tadi, jalankan. Pilih menu "PATCH" sampai selesai [DONE]
6. Klik OK
7. IDM anda sudah bisa digunakan.
8. Buka programnya, START > ALL PROGRAMS > INTERNET DOWNLOAD MANAGER > KLIK PROGRAM
9. Integrasikan dengan browser anda.
10. Selesai, selanjutnya anda yang bereksplorasi.

Selamat mencoba!!!!

NB: SELAMA PROSES PATCHING PROGRAM JANGAN MENYAMBUNG KONEKSI KE INTERNET KALAU TIDAK MAU GAGAL PATCHING...

KASPERSKY INTERNET SECURITY 2011 FREE 3700 DAY

2011-02-14T22:19:00.000-08:00

Di awal tahun 2011 ini, mungkin sebagian anda ingin berganti sesuatu yang lebih baik, dan sebagian juga ingin tetap setia dengan pilihan lama.

Hidup memang pilihan termasuk untuk melidungi pc dari virus juga pilihan. Pilihan yang tepat akan membuahkan hasil yang berharga.

Di awal tahun ini, saya memberikan solusi bagi anda yang sedang kebingungan untuk mencari software anti virus yang teraman dan tetap bisa digunakan secara gratis.

Disini saya menawarkan produk dari Kaspersky antivirus. Yaitu, kaspersky internet security 2011. Dari namanya kita sudah bisa menarik kesimpulan, bahwa antivirus ini bisa melindungi kita dari berbagai hal yang kita lakukan selama berinternet. Mulai dari browsing, emailing, hacking, situs porno, adware, virus, dan banyak lainnya.

Mungkin anda bertanya-tanya bagaimana bisa bekerja dengan efektif, bila antivirus sekelas Kaspersky yang biasanya berbayar dapat bekerja efektif? Antivirus nomer 4 yang termasuk paling efektif dan ampuh membasmi virus lokal maupun yang dari luar.

Pertanyaan yang bagus. Disini kita menerapkan sedikit trik khusus agar penggunaan antivirus ini tetap gratis, Bagi yang ingin membeli juga boleh.

Saya mempunyai patch handal yang dapat membuat antivirus Kaspersky anda aktif selama 3700 hari dan setelah updatepun tidak akan terblokir. Sehingga anda tidak membutuhkan KIS lainnya.

Ingin mencoba? Saya sudah, dan hasilnya 100% bekerja dan tidak masalah. Meski saya sudah update, namun tidak terblokir sehingga tidak memerlukan ganti-ganti KIS Key lagi.

Cara agar software ini dapat bekerja 3700 hari seperti berikut :
1. Download Kaspersky antivirus [ yang belum punya silahkan download ]
2. Setelah sudah sekarang anda download patcher yang anda perlukan [ download disini ]
3. Instal Kaspersky 2011 tadi sampai finish
4. Jika sudah, matikan fungsi : self defense yang terletak pada shortcut "K" di menubar bawah [ deretan start] pojok kanan. Klik kanan > Settings > cari di menu tentang self defense > DISABLE > apply > ok
5. Lalu Exit program dengan klik kanan shortcut "K" menubar bawah pojok kanan, klik EXIT
6. Buka hasil download patcher anda tadi, jalankan sesuai aturan disitu
7. Patch sampai selesai
8. Jika selesai dan berhasil, maka tampilan antivirus anda sekarang aktif selama 3700 hari mendatang.

Selamat mencoba.....

NB: HAPUS DULU SEMUA KISKEY YANG PERNAH ANDA GUNAKAN SEWAKTU VERSI SEBELUMNYA...

Membuat Read More pada Blog

2011-02-05T05:47:00.000-08:00

Sering saya dan mungkin kawan" blogger juga sempat bingung bagaimana cara membuat menu readmore. Sekarang saya akan memberikan tips singkatnya. Anda hanya butuh skill mengutak atik html template blog anda. Cekidot tipsnya,

1. Buka template -> Edit HTML -> Kasih tanda tik pada menu "expand widget tempate"
2. Letakkan kode berikut persis di atasnya kode lht bawah ini:

3. cari kode berikut

dan letakkan kode ini tepat di bawahnya.

Read More..

4. Klik Simpan. Selesai.
5. Klik SETTINGS atau Pengaturan, terus klik FORMATTING atau Format. Di paling bawah ada kotak kosong di samping menu TEMPLATE POSTING. Isi kotak kosong tsb dg kode berikut:

angan lupa klik SIMPAN PENGATURAN.

NB;
untuk menempatkan read more rata kanan ato kiri anda tinggal menambahkan kode yang berwarna merah dibawah ini: