Catatan Dokter Ikan

Hemoglobin pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sat, 10 Jan 2026 08:30:00 +0000

Hemoglobin pada ikan Hemoglobin merupakan suatu protein globular yang tersusun dari 4 rantai globin dan grup prostetik heme yang saling berikatan satu sama lain. Hemoglobin berfungsi untuk mentransportasikan oksigen dari organ pertukaran gas ke jaringan perifer. Hemoglobin penting dalam adaptasi ikan untuk menghubungkan organisme dan lingkungan. Hemoglobin akan mendistribusikan okesigen melalui pertukaran udara menuju jaringan perifer. Terdapat beberapa bentuk hemoglobin pada ikan yang disebut dengan isohemoglobin. Kebanyakan ikan Teleostei memiliki hemoglobin dalam eritrosit. Akan tetapi oksigen juga dapat dibawa secara mudah melalui plasma karena rendahnya suhu tubuh ikan. Oleh karena itu ada beberapa ikan yang bahkan tidak memiliki hemoglobin sama sekali seperti pada ikan Antartika dan Arctic.

Pada pengujian hematologi, hemoglobin diukur secara cepat mengetahui adanya anemia. Hemoglobin (Hb) diukur dengan berbagai metode, namun yang paling banyak digunakan adalah metode cyanmethemoglobin. Prinsip pengujian ini adalah ketika darah ditempatkan bersama 0,1N HCl, darah akan lisis dan hemoglobin yang dilepas akan diubah menjadi asam hematin dan menghasilkan warna coklat yang dapat diukur dengan fotometri. Metode ini dipengaruhi beberapa faktor seperti suhu dan waktu perubahan ke asam hematin, warna asam hematin yang hanya stabil untuk periode pendek, dan lipid serta plasma protein yang mempengaruhi perubahan warna.

Nilai hemoglobin normal pada kebanyakan ikan antara 5-10 g/dL. Kadar ya rendah pada spesies yang hidup di lingkungan dengan oksigen yang tercukupi dibandingkan pada ikan yang mengalami hipoksia. Kadar Hb yang terlalu rendah mengakibatkan laju metabolisme turun dan energi yang dihasilkan lebih rendah sehingga ikan akan tampak lemah, diam di dasar dan nafsu makannya menurun. Turunnya kadar Hb mengakibatkan turunnya kadar oksigen yang dibawa. Nilai Hb yang turun dapat dipengaruhi oleh protein pakan, defisiensi vitamin, kualitas air buruk, stress, dan adanya infeksi. Turunnya kadar Hb juga berkaitan dengan jumlah eritrosit Dimana semakin rendah jumlah eritrosit, makin rendah pula kadar Hb dalam darah.

Referensi

Bastiawan, D., Taukhid, Alifudin M., Darmawati T. S. 1995. Perubahan hematologi dan jaringan ikan lele dumbo (Clarias gariepinus) yang iiinfeksi cendawan Aphanomyces sp. Jurnal Penelitian PerikananIndonesia

Bond, C.E. 1979. Biology of Fishes. Philadelphia: Saunders Colege Publishing. Hlm 514.

Campbell, T.W. & Grant, K.R. 2022. Exotic Animal Hematology and Cytology. John Wiley & Sons

El-Bab, M.R.F. 2006. Fundamentals Of The Histology Of Fish Part I Histology Of Teleosts (2nd Ed).

Fujaya Y. 2004. Fisiologi ikan. Penerbit Rineka Cipta. 179 hal.

E. F. Hesser (1960): Methods for Routine Fish Hematology, The Progressive Fish-Culturist, 22:4, 164-171

Grant, K.R. 2015. Fish Hematology and Associated Disorders. Vet Clin Exot Anim 18: 83–103

Arnaudov, A., D. Arnadouva. 2022. Erythrocytes and Hemoglobin of Fish: Potential Indicators of Ecological Biomonitoring. Intechopen.

Souza, P.C. & Bonilla-Rodriguez, G.O. 2007. Fish hemoglobins. Brazilian Journal of Medical and Biological Research (2007) 40: 769-77

Thrall, M.A., G. Weiser, R.W. Allison, T.W. Campbell (Ed). 2012. Veterinary Hematology and Clinical Chemistry second edition. Wiley-Blackwell: UK

Formulasi fiksasi histologi kerang

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Fri, 19 Dec 2025 21:55:00 +0000

Terdapat berbagai jenis larutan fiksatif yang dapat digunakan untuk mengawetkan kerang untuk tujuan pembuatan sediaan histologi. Larutan fiksatif yang digunakan umumnya harus memiliki kemampuan mengawetkan, mencegah perubahan postmortem seminimal mungkin.

OIE menyarankan penggunaan larutan Davidson’s untuk pengamatan patologi pada kelompok moluska. Formalin 10% dan Carson serta larutan lainnya juga dapat digunakan. Apabila setelah histologi akan dilakukan metode ISH, fiksasi tidak boleh lebih dari 48 jam agar asam asetat dari larutan Davidson’s tidak merusak DNA.

Jenis larutan fiksasi untuk kerang:

1. Larutan Davidson’s

Larutan ini paling direkomendasikan untuk memfiksasi moluska.

Stock solution

Air laut terfilter 1200ml

Etanol 95% 1200ml

Formaldehyde 36-40% 800ml

Gliserin 400ml

Working solution

9 bagian larutan Davidson’s : 1 bagian asam asetat glacial

2. Larutan Carson’s

Direkomendasikan untuk moluska berukuran besar

Sodium dyhidrogenophosphate 23,8gr

Sodium hydroxide 5,2gr

Formaldehyde 36-40% 100ml

Dilarutkan dalam akuades 900ml

3.Formalin-calcium 15%

Formaldehyde 36-40% 150ml

Calcium chloride (anhydrous, granular, technical grade) 850ml

4. 1G4F solution (1% glutaraldehyde: 4% formaldehyde)

buffer formalin 37-40% 120ml**

glutaraldehyde 50% 20ml

tap water 360ml

** buffer formalin

37-40% formaldehyde 1Liter

disodium phosphate (Na2HPO4) 15gr

sodium hydroxide (NaOH) 0,06gr

phenol red (pH indicator) 0,03gr

5. Buffer formalin 10% dalam air laut yang difilter

37-40% formaldehyde 10ml

Air laut yang difilter 90ml

Referensi

Bondad-Reantaso, M.G., McGladdery, S.E., East, I., and Subasinghe, R.P. (eds.) Asia Diagnostic Guide to Aquatic Animal Diseases. FAO Fisheries Technical Paper No. 402, Supplement 2. Rome, FAO. 2001. 240 p

Howard, D.W., E.J. Lewis, B.J. Kelelt & C.S. Smith. 2004. Histological Techniques for Marine Bivalve Molluscs and crustaceans. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 5, 218 hal

Ifremer. 2011. Molluscs processing for diagnostic by histology. European Union Refrence Labooratory for Molluscs Disease.

Kim, Y., K.A. Ashton-Alcox, and E.N. Powell. 2006. Histological Techniques for Marine Bivalve Molluscs: Update. Silver Spring, MD. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 27. 76hal

Metode pengamatan mikroskopis hepatopankreas pada udang dan interpretasinya

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sun, 30 Nov 2025 10:34:00 +0000

Metode 1 (wet mount)

Tujuan: pengamatan lemak, abnormalitas, parasit, virus

Alat dan bahan:

Mikroskop dengan perbesaran 10-100x
Objek glass
Cover glass
Air laut atau gunakan NaCl
Pipet Pasteur
Alat bedah

Prosedur

Ambil HP dan letakkan pada objek glass
Belah hepatopankreas pada bagian tengah
Ambil sedikit bagian medial HP dan letakkan pada objek glass yang telah ditetesi air laut/ gunakan NaCl
Tutup dengav cover glass
Amati dengan mikroskop adanya:

Droplet lemak (lakukan penilaian)
Melanisasi tubulus HP
Abnormalitas dalam jumlah tinggi seperti bakteri batang berjumlah banyak
Tropozoit gregarine
Badan oklusi baculovirus
atrofi
nekrosis

Apabila diduga mengarah ke penyakit virus, bakteri lakukan pemeriksaan dan penanganan sampel sesuai metode terkait.

Metode 2 (tehnik smear dengan fiksasi dan staining)

Tujuan: untuk pengamatan badan inklusi virus MBV, HPV, BP, BMNV (terutama pada infeksi berat). Hepatopankreatitis sepsis (vibriosis), mycobacteria (pewarnaan gram), ricketsiosis (pewarnaan giemsa), NHP (giemsa, modified Steiner’s Silver Stain)

Alat dan bahan

Objek glass
1% asam asetat glacial
Hematoxylin
Eosin
Etanol 50%, 70%, 95%, 100%
Entellan/ Canada balsam/ sejenisnya
Cover glass
Mikroskop

Prosedur

Ambil HP dan letakkan pada objek glass
Beri setetes larutan fiksatif modified Davidson’s
Lakukan smear, dan keringanginkan
Rendam slide dalam asam asetat glasial 1% dalam distilled water/ gunakan aquades
Lakukan pewarnaan H&E
Rendam Hematoxylin 4-6menit
Bilas dalam air mengalir selama 15menit
Rendam dalam eosin/ phloxine 2menit
Dehidrasi etanol 50% 10 celup
Dehidrasi etanol 70% 10 celup
Dehidrasi etanol 95% 10 celup
Dehidrasi etanol 100% 10 celup
Dehidrasi etanol 100% 10 celup
Rendam dalam xylene 10 celup
Rendam dalam xylene 10 celup
Mounting dengan entellan atau sejenisnya
Amati

Interpretasi:

Abnormalitas bentuk tubulus hepatopankreas (Paul Cheng, GB-HQ-TST)

Normal
abnormal pada ujung
atrofi/mengerut
Strangulation
Nekrosis/worm shape

Setelah dilakukan pemeriksaan, tingkat kerusakan hepatopankreas dapat dinilai dengan parameter sebagai berikut (Morales-Covarrubias, 2013)

Pengamatan hepatopankreas secara wet mount

Tingkat kerusakan tubulus HP

Setelah dilakukan pemeriksaan, tingkat kerusakan hepatopankreas dapat dinilai dengan parameter sebagai berikut (Morales-Covarrubias, 2013)

atau menurut Olivaz-Valdez et al (2010)

Seragam, tanpa pembengkakan atau pengerutan dan vakuola lipid yang mencolok
Dinding tubulus mengerut atau melekuk (Strangulasi) dan jumlah lipid sedikit
Strangulasi 2-5 tubulus, epitel menebal dan lipid sedikit
Tubulus yang mengalami strangulasi lebih dari 5 dimana ada lebih dari satu lekukan per tubulus. Epitel tubulus terlihat makin menebal, lipid sedikit atau tidak ada
Granuloma nekrosis coklat tipis pada lumen, terlihat tekstur serupa edema.

Referensi:

Alaya de Graindrage, V. dan Flegel, T.W. 1999. Diagnosis of shrimp diseases, with emphasis on the black tiger shrimp (Penaeus monodon). FAO: Roma

Grobest. 2019. Prosedur Pengamatan Hepatopankreas dan Midgut Udang. Product Development team 002/SOP/HP/TPD/19

Lightner, D.V (Ed). 1996. A Handbook of Shrimp Pathlogy and Diagnostic Procedures For Diseases of Cultured Penaeid Shrimp. The World Aquaculture Society

Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2008. Guía Técnica - Patología e Inmunología de Camarones Penaeidos. Programa CYTED Red II-D Vannamei, Panamá, Rep. de Panamá. 270 pp.

Saurabh, S. V. Kumar, S. Karanth, G. Venkateshwarlu. Selection of high -health postlarvae: a perquisite for sustainability of the Indian shrimp industry. Aquaculture Asia 9(2): 9

S. Morales-Covarrubias1, J. Cuéllar-Anjel, A. Varela-Mejías, C. Elizondo-Ovares. 2018. Shrimp Bacterial Infections in Latin America: A Review Asian Fisheries Science 31S: 76–87

Olivas Valdez, J.Á., J.C. Martinez, R.V. Yeómans. 2010. Patógenos que afectan el cultivo de Litopenaeus vannamei en ambiente marino y dulceacuícola en el estado de Baja California, México. REDVET. Revista Electrónica de Veterinaria 11(3): 1-25

Lozano‑Olvera, R., S.M.Abad‑Rosales, S.A. Soto‑Rodriguez., K.G.Aguilar‑Rendón. 2024. Time course of acute hepatopancreatic necrosis disease (AHPND) in the Paciﬁc white shrimp Penaeus vannamei by wet mount analysis. Aquaculture International 32:2313–2329

Chalor Limsuwan Dr. Niti Churchird Dr. Natthinee Munkong Wongsiri Dr. Carlos A. Ching. 2014. Hepatopancreas colors predict survival of shrimp to EMS. Global Aquaculture Advocate

Panchana, F., Sotomayor, M., Melena, J. 2011. Atlas de Histopatología de Penaeus vannamei: Volumen II (Bacterias, hongos y parásitos). Revista Tecnológica ESPOL – RTE, 24(1)

Iridovirosis pada tiram

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Thu, 20 Nov 2025 10:30:00 +0000

Nama lain: gill necrosis virus disease (GNVD), haemocytic infection virus disease (HIVD), oyster velar virus disease (OVVD).

Etiologi/ penyebab:

iridovirus, virus DNA [1]

Hospes :

C. angulate paling rentan. C. gigas kecuali larva tidak rentan penyakit ini [1]

Stadium rentan : larva

Epizootiologi:

infeksi GNVD dan HIVD terjadi di Perancis pada Crassostrea angulata akhir tahun 1960an dan awal 1970. Diduga penyakit ini berasal dari C. gigas yang diimpor dari Korea dan Jepang. Sedangkan OVVD hanya terjadi pada larva C. gigas di pantai barat Amerika Serikat. Penularan terjadi secara horizontal [1]

Faktor pendukung

Gejala Klinis

Bercak kuning dan perlubangan insang serta labia palp (GNVD). Atrofi dan kelemahan (HIVD). Silia dan sel epitel pada velum hilang [1]. Larva menjadi tidak mau makan, lemah, dan mati [2]

Perubahan patologi

Secara histopatologi nekrosis dan infiltrasi hemosit di insang pada OVVD. Agregasi hemosit dan peningkatan sel coklat pada jaringan ikat di HIVD. Sel globular besar basofilik, badan inklusi intrasitoplasmik pada epitel bersilia (OVVD) [1]. Epitel velar larva mengalami sloughing [2]

Diagnosa banding

Penyebab mortalitas lainnya pada C. angulate dan C. gigas [1]

Metode Diagnosa

Histopatologi, TEM, imprint [1]

Pencegahan dan Pengendalian

Pencegahan penyebaran kerang yang berpotensi sebagai karier. Larva terinfeks (OVVD) harus dimusnahkan [1]. Pengurangan kepadatan, penggantian air, dan sanitasi hatcheri juga dapat dilakukan [2]

Referensi

Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 1004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia

Reantaso M G., B., Mcgladdery S E, Subangsinghe. 2001. Asian Diagnostic Guide to Aquatic Animal Diseases. FAO Fisheries Technical Paper, No. 402, supplement 2. Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO), Rome, Italy, 240 pp.

Pengukuran tubuh pada Kepiting

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Mon, 10 Nov 2025 10:22:00 +0000

Pengukuran tubuh kepiting dapat dilakukan dengan menggunakan jangka sorong. Pengukuran dilakukan di sepanjang tubuh dari titik antara kedua gigi frontal (depan) hingga tepi tengah posterior karapas atau cangkang. Lebar karapas diukur sepanjang bagian terlebar dari sisi belakang kepiting. Pada kepiting spinner, pengukuran panjang dilakukan sepanjang tubuh mulai dari kantong mata (eye snotch) hingga bagian tengah dari tepi pangkal karapas.

(Zulkifli et al., 2017)

Referensi

NSW Recreational Saltwater Fishing Guide 2012

Zulkifli, D., M. Mulyono, F.A. 2017. Heriansyah, H. Irawan. The frequency distribution of the length, gonad maturity stages, sex ratio, length at first mature and catch, width-weight relationship, and fisheries factors of blue swimmer crab (Portunus pelagicus) caught by crab nets landed at Tegalsari coastal fisheries port in Central Java. International Journal of Fisheries and Aquatic Studies 5(2): 660-668

Peran dan manfaat probiotik untuk udang

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Thu, 30 Oct 2025 10:07:00 +0000

Probiotik adalah mikroorganisme hidup yang dikembangkan untuk diaplikasikan di air ataupun pakan. Pada budidaya udang, terutama pada pembesaran dengan sistem intensif, aplikasi probiotik merupakan hal yang penting untuk dilakukan. Penggunaan probiotik pada budidaya udang intensif berkaitan dengan keseimbangan lingkungan yang mudah terganggu seiring dengan pertumbuhan udang dimana sisa feses dan pakan mudah mengendap dan merusak kualitas air. Penggunaan probiotik dapat memicu pertumbuhan plankton, menguraikan bahan organik dan sisa kotoran serta menekan populasi bakteri negatif di tambak.

Bakteri yang terkandung dalam probiotik udang

Probiotik yang digunakan untuk kualitas air lebih banyak menggunakan bakteri yang dapat mengurai amonia seperti Bacillus coagulans, Bacillus megateriun, Bacillus plymyxsa, Bacillus flurenzi, Pseudomona:s aurogeunosa, mengurai Nitrit seperti Nitrosomonas sp., Nitrosobacter sp., Nitrosococcus sp atau mengurai H2S seperti Desulfucoccus sp., Desulfotovibrio sp. Sumber-sumber bakteri probiotik ini paling baik berasal dari perairan sekitar tambak, bakteri yang berasal dari saluran cerna, produk fermentasi dan yang berhubungan dengan alga. Kepadatan bakteri yang terkandung pada probiotik biasanya antara 10⁸-10¹⁰ CFU/ml. Bakteri yang dapat digunakan untuk nutrisi dan enzimatik adalag bakteri asam laktat, yeast, Bacillus S11, Pediococcus acidilactici. Sedangkan yang dapat bersifat sebagai antagonis adalah Bacillus sp. dan Vibrio sp. Terkadang dalam satu produk probiotik, dapat terkandung satu jenis atau beberapa jenis bakteri.

Jenis probiotik

Probiotik pada udang dikelompokkan menjadi tiga jenis berdasarkan jenis dan fungsinya antara lain:

Probiotik pengurai bahan organik sebelum dimasukkan ke tambak
Probiotik pengurai limbah tambak
Probiotik untuk kecernaan pakan

Probiotik yang digunakan di air akan memudahkan proses penguraian bahan organik di dasar sehingga lingkungan budidaya lebih stabil dan kesehatan udang lebih terjaga. Mekanisme kerja probiotik yang diberikan ke air adalah melalui proses mineralisasi dan nitrifikasi atau meningkatkan kesehatan dengan memakan probiont. Sedangkan probiotik yang diberikan melalui pakan ditujukan untuk meningkatkan kelulushidupan serta pertumbuhan.

Mekanisme kerja

Probiotik dapat bekerja dengan cara sebagai berikut:

Meningkatkan respon imun
Peningkatan ini dapat dilihat dengan meningkatnya aktifitas phenoloksidase, aktifitas fagositik, dan efektifitas membersihkan bakteri vibrio. Lebih jauh lagi, pemberian jangka panjang dapat meningkatkan pertumbuhan dan kelangsungan hidup.
Meningkatkan kualitas air
Probiotik dapat meningkatkan proses nitrifikasi dan mineralisasi sehingga menurunkan amonia dan nitrit
Kompetisi tempat adhesi di pencernaan
Kompetisi ini akan menghambat kolonisasi bakteri patogen. Bakteri probiotik juga menjadi bakteri dominan di saluran pencernaan.
Melakukan kompetisi
Probiotik dapat berkompetisi memperoleh Fe dengan menghasilkan siderophores yang membatasi pertumbuhan patogen
Menghasilkan komponen inhibitor

Aplikasi probiotik

Probiotik biasanya ditumbuhkan atau difermentasi terlebih dahulu sebelum dimasukkan ke tambak. Hal ini bertujuan agar bakteri dapat tumbuh dengan maksimal. Bakteri ini dapat tumbuh dengan baik apabila kadar C dan N berimbang. Bila salah satunya terlalu tinggi kadarnya, maka perlu ditambahkan bahan penyeimbang. Probiotik seperti Bacillus sp atau Rhodobacter sp. umum digunakan untuk menguraikan bahan organik dengan cara ditebar tiga hari sekali dengan dosis 1-2 ppm.

Disamping penggunaan yang tepat, hal yang perlu diperhatikan adalah probiotik tersimpan dengan baik sehingga bakteri tidak mati dalam kemasan. Keberhasilan penggunaan probiotik bergantung pada spesifikasi probiotik, faktor fisik, sumber asal, dan pengaruh terhadap bakteri asli di perairan.

Penggunaan probiotik kadangkala juga tidak sepenuhnya berhasil. Misalnya pada probiotik yang dapat menurunkan amonia bekerja dengan meningkatkan nitrifikasi mengubah amonia menjadi nitrat. Tingginya input amonia dibandingkan kecepatan nitrifikasi ditambah media yang kurang optimal bagi pertumbuhan bakteri probiotik menyebabkan bakteri tidak mampu tumbuh optimal dan tidak bekerja dengan maksimal.

Penggunaan probiotik di hatchery

Probiotik pada budidaya udang umumnya digunakan untuk pembesaran. Penggunaan probiotik di hatchery diutamakan untuk pengelolaan kualitas air, mencegah berkembangnya bakteri patogen, dan mengurangi penggunaan antibiotik di panti benih. Namun demikian penggunaannya harus dengan pertimbangan agar tidak mengganggu kesehatan udang dan membuat biaya produksi melonjak. Pada kasus seperti bolitas dan vibrio luminesence, penggunaan probiotik dinilai cukup membantu.

Referensi

Arifin, Z, D. Adiwijaya, U. Komarudin, A. Nur, A. Susanto, A. Taslihan, K. Ariawan, M. Mardjono, E. Sutikno, Supito, M.S. Latief. 2007. Penerapan Best Management Practices (BMP) Pada Budidaya Udang Windu Penaeus Monodon Fabricius) Intensif. Departemen Perikanan dan Kelautan Balai Besar Pengembangan Budidaya Air Payau Jepara

FAO. 2003. Health management and biosecurity maintenance in white shrimp (Penaeus vannamei) hatcheries in Latin America. FAO Fisheries Technical Paper. No. 450. Rome, FAO. 62p.

Felix, S. 2013. Advances In Shrimp Aquaculture Management. Daya Publishing house: New Delhi

Pusluh KKP. 2011. Budidaya Udang Vaname (Littopenaeus vannamei). Materi Penyuluhan

Supono. 2017. Teknologi produksi udang. Plantaxia: Yogyakarta

Tim Perikanan WWF-Indonesia, Badrudin. 2014. Better Management Practices Seri Panduan Perikanan Skala Kecil Budidaya Udang Vannamei Tambak Semi Intensif dengan Instalasi Pengolahan Air Limbah (IPAL). WWF-Indonesia

UAZ. 2009. Bacterial disease: therapy, prevention, and potential for probiotic application. Shrimp pathology short course. Modified from Dr. Celia Pitogo

Parameter uji hematologi rutin pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Mon, 20 Oct 2025 08:40:00 +0000

Hematologi merupakan suatu ilmu yang mempelajari tentang darah dan kelainannya. Sama seperti pada hewan terestrial lainnya, darah pada ikan dapat digunakan untuk memantau kesehatan ikan dan lingkungan budidaya. Darah ikan dapat menjadi parameter untuk melihat adanya infeksi dan stress. Pengukuran hematologi seperti hematokrit, hemoglobin, eritrosit, dan leukosit pada ikan biasanya dilakukan untuk pengamatan toksisitas dan monitoring lingkungan. Parameter hematologi dapat memantau kondisi fisiologis dan patologis pada ikan, memberikan informasi gangguan metabolisme, defisiensi, dan stress kronis. Gambaran darah ini juga kerap digunakan pada penelitian imunomodulator seperti vaksin dan imunostimulan.

Total eritrosit

Pengujian ini dilakukan dengan menggunakan hemositometer atau counter elektronik. Metodenya hampir sama dengan yang dilakukan pada ikan. Reagen yang umum digunakan untuk metode manual adalah erythrocyte ikan adalah unopette system, Nat-Herrick solution, dan larutan Dacie’s. Nilai total eritrosit secara klinis kurang begitu bermakna jika tidak disandingkan dengan nilai PCV dan hemoglobin.

Total leukosit

Oleh karena eritrosit dan trombisit ikan berinti, pemeriksaan total leukosit harus dilakukan secara manual. Sama seperti total eritrosit, pemeriksaan total leukosit menggunakan metode kamar hitung (hemositometer). Reagen yang umum digunakan adalah Natt-Herrick solution. Leukosit akan berwarna lebih gelap dibandingkan eritrosit. Sampel yang sudah diwarnai hanya dapat bertahan dalam 60 menit saja. Nilai normal leukosit ikan adalah.... pada ikan yang stress, terdapat leukopenia dengan limfopenia dan granulocytosis. Leukopenia juga terjadi pada ikan yang mengalami pemuasaan. Peningkatan jumlah sel darah putih berkaitan dengan peningkatan suhu dan infeksi.

Diferensial leukosit

Parameter ini dilakukan Untuk melihat proporsi jenis leukosit dapat digunakan metode ulas darah yang diwarnai. Dalam pengujian diferensial leukosit, yang diamati adalah jumlah dari masing-masing jenis leukosit yang dinyatakan dalam nilai relatif dan absolut. Diferensial leukosit dapat membantu untuk melihat status kesehatan ikan dan mengevaluasi status imunitas dan stress pada ikan. Diferensial leukosit dipengaruhi oleh spesies, umur, dan jenis kelamin.

Hematokrit/Packed Cell Volume/ PCV

Packed cell volume (PCV) atau yang disebut dengan hematokrit merupakan pemeriksaan yang umum dilakukan untuk melihat volume sel darah merah dalam satu bagian darah. Pengujian PCV dilakukan menggunakan tabung mikrohematokrit. PCV pada ikan bernilai lebih rendah dibandingkan mamalia dan burung. PCV pada ikan menggambarkan keaktifan dari ikan. Ikan yang kurang aktif memiliki nilai PCV rendah dibandingkan ikan yang berenang cepat. Ikan tuna yang sangat aktif, secara normal memiliki nilai PCV normal yang tinggi. Ikan jantan juga memiliki nilai PCV yang lebih tinggi dibandingkan ikan betina. Nilai PCV juga dapat berubah sesuai kondisi pemijahan ikan. Suhu air, jenis kelamin, photoperiod, umur, dan variasi musim dapat mempengaruhi PCV ikan. Handling pada saat pengambilan darah dapat meningkatkan hematokrit. Nilai PCV ikan yang melebihi 45% mengindikasikan adanya dehidrasi (ikan laut), hipoksia (ikan laut dan tawar), stress, dan dampak pemberian anestesi seperti MS222 dan benzocaine. Pada ikan mas dan koi, peningkatan suhu dapat meningkatkan PCV. Ikan yang mengalami anemia, PCV nya bernilai <20%, namun ada beberapa jenis ikan yang PCV normalnya rendah.

Mean Corpuscular Hemoglobin Concentration (MCHC), Mean Corpuscular Volume (MCV), Mean Corpuscular Hemoglobin (MCH)

Ketiganya dihitung dengan menggunakan data PCV, hemoglobin, dan total eritrosit. MCV menggambarkan perubahan ukuran dari eritrosit. Banyak faktor yang dapat mempengaruhi perubahan nilainya. Misalnya, ikan aktif yang membutuhkan lebih banyak oksigen, total eritrositnya lebih kecil dan MCV nya lebih rendah. Apabila nilai PCV meningkat dan hemoglobin normal,makan MCHC akan turun. Faktor yang dapat mempengaruhi nilai ini adalah kematangan sel (semakin dewasa, sel semakin besar, nilai akan meningkat), spesies, musim, pakan.

Tabel perhitungan MCV, MCH, MCHC (Grant, 2015)

Beberapa kondisi yang dapat mengakibatkan perubahan nilai parameter hematologi ikan

Referensi

Bahmani, M., R. Kazemi and P. Donskaya, 2001. A comparative study of some hematological features in young reared sturgeons (Acipenser persicus and Huso huso). Fish Physiol. Biochem., 24: 135-140.

Lusiastuti, A.M. & Hardi, E.H. Gambaran darah sebagai indikator kesehatan pada ikan air tawar. Prosiding Seminar Nasional Ikan VI: 65-69

Modra, H. Z. Svobodova, J. Kolarova. 1998. Comparison Of Differential Leukocyte Counts In Fish Of Economic And Indicator Importance. Acta Vet. Brno 1998,67: 215-22

Grant, K.R. 2015. Fish Hematology and Associated Disorders. Vet Clin Exot Anim 18: 83–103

Roberts, H.E (Ed). 2010. Fundamentals of ornamental fish health. Blackwell Publishing

Sancho, E., J.J. Cerón and M.D. Ferrando, 2000. Choliestereasi activity and hematological parameters as biomarker of sublethal monilate exposure in Anguilla anguilla. Ecotoxicology Environment Safe, 46: 81-86

Vazquez, G.R. and G.A. Guerrero, 2007. 15. Folmar, L.C., 1993. Effects of chemical contaminants Characterization of blood cells and on blood chemistry of teleostean fish: a bibliography hematological parameters in Cichlasoma dimerus and synopsis of selected effects. Environ. Toxicol. (Teleostei, Perciformes). Tissue and Cell, 39: 151-160. Chem., 12: 337-375. 29.

Red Sea Bream Iridoviral Disease (RSIVD) pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Fri, 10 Oct 2025 08:18:00 +0000

Nama lain: -

Hospes

red sea bream, crimson sea bream, spotted parrot fish, sea bass, sea bream, red dan brown spotted grouper, tiger puffer, spotted parrot fish, amberjack, goldstriped amberjack, Japanese, dll [1]. Ada hampir sekitar 40 spesies inang dari RSIVD ini [5]. Ikan dari genus Oplegnathus lebih sensitif dibandingkan genus lainnya [9].

Stadium rentan

juvenil hingga dewasa rentan terhadap RSIV [4,9].

Etiologi/ penyebab

Red seabream virus, DNA , iridovirus [1,3]. Virus ini termasuk dalam genus megalocytivirus dan merupakan salah satu strain dari Infectious spleed and kidney necrosis virus. Virus ini berdiameter 200-400nm [4]. Virus ini bereplikasi di sitoplasma [6]. Virus ini seringkali dikaitkan dengan Infectious spleen and kidney necrosis virus (ISKNV) dan Turbot reddish body iridovirus (TRBIV) namun RSIV berbeda dari kedua penyakit tersebut meskipun semuanya termasuk dalam famili Iridoviridae [9]

Epizootiologi

Penyakit ini pertama kali dilaporkan di Jepang pada tahun 1990. Virus ini ditemukan di wilayah perairan Jepang, Hongkong, dan Thailand [1]. Hingga saat ini, penyebaran RSIVD banyak dilaporkan di wilayah Asia Timur dan Tenggara [7]. Penularan terjadi secara horizontal. Kebanyakan outbreak terjadi pada musim semi[1]. Ikan yang bertahan dari RSIVD dapat menjadi resisten [8]. MOrtalitas dan morbiditas penyakit ini bergantung pada ukuran, umur ikan, suhu, dan kondisi budidaya dengan tingkat mortalitas 0-100% [9].

Faktor pendukung

Outbreak sering terjadi pada musim panas pada suhu 25oC [9].

Gejala Klinis

Letargi, insang, ginjal, hati pucat, anemia, hemoragi petekie insang, limpa membesar, perubaan warna tubuh pucat atau menggelap [1]. insang terdapat hemoragi petechiae. Pada ikan yang hampir mati terdapat perubahan warna menghitam kemudian mati [3].

Perubahan patologi

Organ limpa mengalami pembengkakan, pada insang terdapat bintik-bintik hemoragi [2]. Virus ini bereplikasi di sitoplasma limpa dan ginjal anterior. Pada ikan yang mati teramati sel yang berdegenerasi dan enlarged cell basofilik. Sel-sel basofilik membesar (enlarged) ditemukan di hati, limpa, ginjal, jantung, sel endotel, dan insang Pada ikan yang mampu bertahan terdapat sel eosinofilik bergranulasi dan tidak ada enlarged cell. Virus menginfiltrasi pembuluh darah limpa dan ginjal kemudian menyebar ke organ lain (hati, jantung, insang, lambung, usus). Limpa dan Ginjal mengalami nekrosis [1,3].

Diagnosa banding

Septicemia karena virus dan bakteri [1]

Metode Diagnosa

Diagnosa sederhada dilakukan dengan stained smear. Imprint limpa, Histopatologi, ELISA, kultur sel, PCR, IFAT digunakan sebagai metode diagnosa [1]. Metode diagnosa cepat sudah mulai dikembangkan dengan menggunakan kit koaglutinasi [2]. Hasil positif imprint didapatkan apabila sejumlah “blast” seperti sel radang di limpa, ginjal, jantung, hati, saluran pencernaan, pancreas, insang, gelembung renang, mata, meninges, tulang, otot [3].Metode diagnosa RSIV dengan Loop mediated isothermal amplification (LAMP) dinilai 10 kali lebih sensitif daripada PCR [4].

Pencegahan dan Pengendalian

Vaksinasi, higienitas, dan pengurangan stressor [1]. Formalin-killed vaccine telah dibuktikan mampu mengatasi RSIV namun untuk vaksin DNA hingga saat ini masih diinvestigasi [4]. Pengembangan untuk strain resisten terhadap RSIVD hingga saat ini masih dilakukan. Hal terpenting untuk pengendalian RSIVD adalah peningkatan imunitas spesifik dan non spesifik dengan pemeliharaan kesehatan [6].

Referensi

Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 2004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia
Susilo, J. 2018. Diagnosa cepat, tepat, dan akurat Red Seabream Iridovirus Disease Pada Ikan Kerapu. Info Akuakultur no 36/Tahun III/ Januari 2018.
Lio-Po. G.D. dan Inui, Y. 2014. Health Management in Aquaculture Second Edition. Southeast Asian Fisheries Development Center, Aquaculture Department.
Eiras, J.C., H. Segner,T. Wahli,B.G. Kappoor (ed). 2008. Fish Diseases Volume 2. Science Publishers:
Kibenge, F.S.B. dan Godoy, M.G. (Ed). 2016. Aquaculture Virology. Elsevier: UK
Inui, Y. & Cruz-Lazierda, E. (Ed). 2001. Proceedings of the SEAFDEC-OIE Seminar-Workshop on Disease Control in Fish and Shrimp Aquaculture in Southeast Asia-Diagnosis and Husbandry Techniques. Southeast Asian Fisheries Development Center : Iloilo
Woo, P.T.K., D.W. Bruno, L.H. Susan Lim (Ed). 2002. Diseases and Disorders of Finfish in Cage Culture. CABInternational: Wallingford
Plumb, J.A dan Hanson, L.A. 2011. Health Maintenance and Principal Microbial Diseases of Cultured Fishes Third Edition. Black and Wiley: Iowa
OIE. 2019. Chapter 2.3.8: Red Sea Bream Iridoviral Disease. Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animal

Big Head Syndrome pada lobster

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Tue, 30 Sep 2025 07:07:00 +0000

Nama lain: -

Etiologi/ penyebab
defisiensi nutrisi [1]

Hospes
P. ornatus, P. homarus, P. longipes, P. penicillatus dan P. versicolor [1]

Stadium rentan : -

Epizootiologi: -

Faktor pendukung

Gejala Klinis
Sindrom ini ditandai dengan bagian karapas yang membesar melebihi tubuh sehingga lobster tampak mengalami gangguan pertumbuhan dan kesulitan molting. Sindrom ini tidak bersifat mematikan, namun mengakibatkan kualitas lobster yang dijual rendah [1].

Perubahan patologi: -

Diagnosa banding: -

Metode Diagnosa: -

Pencegahan dan Pengendalian
Penanganan sindrom ini adalah dengan memperbaiki kualitas pakan, memberikan suplemen ataupun pakan yang sesuai [1].

Referensi

Jones C.M. (ed) 2015. Spiny lobster aquaculture development in Indonesia, Vietnam and Australia. Proceedings of the International Lobster Aquaculture Symposium held in Lombok, Indonesia, 22–25 April 2014. ACIAR Proceedings No. 145. Australian Centre

Metode Pemeriksaan kesehatan larva dan post larva

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sat, 20 Sep 2025 05:14:00 +0000

Tujuan
Mengetahui kondisi fisik dan perilaku larva dan/ post larva. Pemeriksaan ini umum dilakukan segera setelah menerima benur dari hatchery.

Alat dan bahan

Benur 100 ekor/L
Beaker glass 100-500mL
Objek glass
Cover glass
Pipet tetes
Air laut/ gunakan NaCl
Mikroskop
Micrometer
ATK

A. Pengamatan Perilaku

Ambil 20-100 larva/ post larva ke dalam beaker glass ukuran 100-500mL
Amati dan buat tingkatan perilaku berenangnya. Catat bila ada yang mati. Amati bila ada untaian faeces (curigai untuk keberadaan protozoa)

B. Pengamatan fisik

Untuk pengamatan mikroskopis, ambil 10 ekor. Letakkan 5-10 ekor di atas objek glass. Teteskan air laut/ NaCl, tutup dengan cover glass
Amati larva

Parameter pengamatan:

C. Interpretasi

Hasil pemeriksaan dikelompokkan menurut skala FAO (2003) yaitu :

1 = buruk/rendah/ kurang
2 = cukup, sedang
3 = sangat baik/tertinggi/terbaik

Referensi

Brock, J.A dan Main, K.L. 1994. A Guide To The Common Problems and Disease of Cultured Penaeus vannamei.The Oceanic Institutes: Honolulu

MPEDA/NACA. 2003. Shrimp Health Management Extension Manual. Prepared by the Network of Aquaculture Centres in Asia-Pacific (NACA) and Marine Products Export Development Authority (MPEDA), India, in cooperation with the Aquatic Animal Health Research Institute, Bangkok, Thailand; Siam Natural Resources Ltd., Bangkok, Thailand; and AusVet Animal Health Services, Australia. Published by the MPEDA, Cochin, India

Treece, G.D. & Yates, M.E. 1988. Laboratory Manual for the culture of Penaeid shrimp larvae.Texas A&M University: Texas

Neoplasia pada krustasea

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Wed, 10 Sep 2025 04:54:00 +0000

Definisi

Neoplasia atau neoplasma merupakan sebuah istilah yang berasal dari kata Neo (=baru) dan plasia (=jaringan atau sel). Istilah ini digunakan dalam dunia medis yang dimaknai sebagai pertumbuhan baru sel pada tubuh. Neoplasia kadangkala disebut sebagai tumor yang secara harfiah diartikan sebagai pembengkakan atau massa dengan sel-sel baru yang tidak diketahui fungsinya secara fisiologis pada tubuh. Neoplasia ini terbagi menjadi dua, yaitu benigna dan malignan. Neoplasia benigna merujuk pada tumor yang jinak yakni yang tidak akan menyebar ke jaringan lain di tubuh. Sedangkan neoplasia malignan merujuk pada tumor yang ganas sebab dapat menyebar ke bagian tubuh lainnya (metastasis) melalui sistem vaskuler, limfatik, atau berimplantasi pada rongga tubuh.

Penyebab neoplasia pada udang
Beberapa neoplasia dapat berlangsung secara spontan karena hanya terjadi pada satu individu (Vogt, 2008). Neoplasma dapat disebabkan oleh infeksi virus (Light & Brock, 1987). Satu kasus karsinoma embrionik pada grass shrimp (Palaemon orientis) pernah dilaporkan di Taiwan. Kasus ini diduga kuat disebabkan oleh virus atau karsinogen yang berasal dari lingkungan (Lightner & Hendrick, 1987). Polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH) atau polychlorinated biphenyls (PCB) seringkali mencemari kolom air dan mengendap di sedimen. Kedua bahan tersebut bersifat karsinogenik bagi organisme bentik yang hidup di dasar (Vogt, 2008).

Kejadian neoplasia pada krustasea

Seperti halnya pada organisme lainnya, neoplasia juga dapat terjadi pada udang (Tarin, 2023). Meskipun jarang, neoplasia dapat terjadi pada kelompok krustasea dekapoda. Pada tahun 2008, Vogt merangkum data kejadian serupa neoplasia pada krustasea dekapoda seperti pada tabel berikut.

Tabel. Data lesi serupa neoplasia pada krustasea dekapoda

Respon imun krustasea terhadap neoplasia

Deteksi adanya respon imun krustasea terhadap neoplasia melalui squash maupun histopatologi kemungkinannya sangat kecil. Hanya ada satu kasus yang menunjukkan sistem imun udang terlibat dalam mengeliminasi sel neoplastik melalui fagositosis, melanisasi, dan enkapsulasi. Diduga kuat, krustasea dekapoda memiliki kemampuan untuk mengisolasi dan mengeliminasi sel neoplastik atau area yang mengalami neoplasia (Vogt, 2008).

Referensi

Tarin, D. 2023. Understanding Cancer: The Molecular Mechanisms, Biology, Pathology and Clinical Implications of Malignant Neoplasia. Springer Nature

Vogt, G. 2008. How to minimize formation and growth of tumours: Potential benefits of decapod crustaceans for cancer research. Int. J. Cancer: 123, 2727–2734

Lightner, D.V. & Hendrick, R.P. 2008. Embryonal carcinoma of developing embryos of grass shrimp Palaemon orientis (Crustacea: Decapoda). Diseases Of Aquatic Organisms 3: 101-106

Lightner, D.V. & Brock, J.A. 1986. A Lymphoma-like Neoplasm Arising from Hematopoietic Tissue in the White Shrimp, Penaeus vannamei Boone (Crustacea: Decapoda). Journal of invertebrate pathology 49:188-193

https://training.seer.cancer.gov/disease/cancer/terms.html

Tehnik pengukuran tubuh pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sat, 30 Aug 2025 04:04:00 +0000

Pengukuran panjang pada komoditas budidaya penting dilakukan. Pengukuran tubuh ikan merupakan salah satu parameter dalam menilai pertumbuhan ikan. Pada umur tertentu, dengan pertumbuhan normal ikan dapat mencapai panjang tertentu. Kecukupan pakan dan lingkungan yang optimal menentukan pertumbuhan ikan yang baik. Pengukuran ikan diterapkan tidak hanya pada budidaya, namun juga pada penangkapan, dan berbagai studi penelitian lainnya. Pengukuran panjang ikan tidak selalu sama, bergantung pada spesiesnya.

Panjang pada ikan disebut sebagai total panjang. Pengukuran panjang ini dimukai dari ujung lubang hidung hingga ujung ekor. Pada beberapa ikan, penentuan panjang dan berat dapat ditentukan menggunakan tabel konversi, misalnya pada ikan bream yang menggunakan patokan fork length dan total length pada ikan flathead.

Fork Length (FL) adalah pengukuran panjang yang dilakukan untuk bream. Pengukuran dilakukan dari lubang hidung hingga titik terdalam lekukan sirip ekor
Total Length (TL) adalah pengukuran panjang yang umum dilakukan untuk ikan pipih. Pengukuran dilakukan dari lubang hidung hingga ujung ekor. Pengukuran ini umum dilakukan pada sebagian besar ikan. Keakuratan metode pengukuran ini bergantung pada apakah sirip rusak atau sirip dibentangkan dengan sempurna.

Pict. (Jamaluddin et al, 2015).

Pict. Kara et al., 2009

Standard length (SL) – Panjang standar, dari pertemuan rahang atas (moncong) hingga Tengah pangkal ekor, Ukuran panjang ini dapat digunakan juga untuk ikan yang tidak memiliki sirip ekor.
Caudal peduncle length (CPL) – Panjang caudal peduncle , dari sirip anal ke pangkal Tengah ekor
Caudal peduncle depth (CPD) – dalam caudal peduncle, lebar dari pangkal sirip anal tegak lurus ke dorsal tubuh
Dorsal fin depth (DFD) – dalam sirip dorsal, Panjang dari pangkal hingga sisi terpanjang sirip dorsal
Dorsal fin length (DFL) – Panjang sirip dorsal, Panjang dari pangkal hingga sirip dorsal
Body depth (BD) – dalam tubuh, lebar dari pangkal sirip dorsal hingga ventral tubuh
Predorsal (PD) -- Panjang dari pertemuan rahang atas hingga pangkal terdekat sirip dorsal
Head length (HL) – Panjang kepala, Panjang dari pertemuan rahang atas hingga ujung posterior operculum
Eye diameter (ED) – diameter mata, diameter mata secara horizontal
Nasal length (NL), Panjang hidung – diukur dari lubang hidung
Head depth (HD) – dalam kepala, diukur dari posterior mata ke arah dorsal – ventral
Barbel length (BL).

Seringkali pengukuran tidak menggunakan total length tapi menggunakan standard length bahkan fork length, bergantung pada spesies ikan yang diukur.

Pict from Fishbio.com

Referensi

NSW Recreational Saltwater Fishing Guide 2012

Jamaluddin, M.H., C.S. Seng, A.Z. Shukor, F.A. Ibrahim, M.F. Miskon, M.S.M. Aras, M.M.Ghazaly, R. Ranam. 2015. The effectiveness of fish length measurement system using non contact measuring approach. Jurnal Teknologi. 77 (20): 67-74

Kara, C., A. Alp, M, Simsekli. 2009. Distribution of Fish Fauna on the Upper and Middle Basin of Ceyhan River, Turkey. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 10: 111-122

https://fishbio.com/finding-the-end-of-the-rainbow-all-the-ways-to-measure-fish/

Enteric Red Mouth (ERM) Disease pada ikan salmon

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Wed, 20 Aug 2025 03:36:00 +0000

Nama lain: Hagerman redmouth disease, yersiniosis atau salmonid blood spot [1]

Etiologi/ penyebab
Hagerman strain serotipe 01a, serotipe 01 clonal group 5 dari Yersinia ruckeri, bakteri gram negatif motil, batang 0.5-0.8 x 1.0-3.0 μm [1]. Bakteri ini dapat hidup di sedimen berbulan-bulan. Terdapat 6 serovar dari Y. ruckeri dari I hingga VI. Serovar I paling banyak ditemukan, namun tidak semuanya patogenik [4]. Pada uji biokimia, bakteri menunjukkan sitokrom oksidase negatif, asam, tidak menghasilkan gas dari glukosa, positif ornitin dan lisin dekarboksilase, tetapi tidak untuk arginin dihidrolase, positif aglutinase [6].

Hospes
Rainbow trout (Onchorhynchus mykiss) merupakan spesies yang paling serius terinfeksi. Semua ikan salmon rentan terhadap penyakit ini. Beberapa ikan non salmon baik tawar maupun laut juga rentan meskipun tidak menimbulkan kematian signifikan. Spesies tersebut antara lain, channel catfish, whitefish, sturgeon, eels, pike, gudgeon, perch, turbot, fathead minnow, emerald shiner [1]. Bakteri ini juga pernah diisolasi pada ikan mas koki, ikan ms, coal fish, dan atlantic char. Invertebrata akuatik seperti crayfish dan mamalia laut (muskrat) dapat menampung bakteri ini dalam jumlah besar [4].

Stadium rentan
penyakit menyerang ikan segala usia, namun ikan muda yang terlalu berlemak dan stress lebih umum terinfeksi [1]. Ikan rainbow trout berukuran ~ 7,5cm mudah terinfeksi. Sedangkan infeksi kronis lebih banyak terjadi pada ikan ukuran lebih dari 12,5cm.

Epizootiologi
Penyakit ini pertama kali dilaporkan di Amerika Utara pada tahun 1950 dan kemungkinan berpindah ke Eropa pada tahun 1983. Penularan terjadi secara horizontal. Ikan yang digunakan sebagai pakan untuk mamalia dan burung, ikan, sampah, air, sedimen kolam, dan invertebrata menjadi vector atau reservoir infeksi. Ikan yang mampu bertahan dari infeksi dapat menjadi karier yang dapat melepaskan banyak bakteri pada kondisi stress[1]. Tingkat keparahan infeksi, bergantung pada virulensi strain dan tingkat stess lingkungan. Mortalitas biasanya terjadi hingga 60 hari dan >75% ikan yang pulih menjadi karier. Infeksi subklinis dapat terjadi dari ikan yang melepaskan bakteri melalui usus bawah. Penularan secara vertikal dari penyakit ini belum diketahui [4]. Penularan Y. ruckeri juga diyakini berkaitan dengan vektor invertebrata akuatik dan burung [5].

Faktor pendukung
Penyakit ini cenderung terjadi pada ikan stress yang disebabkan oleh buruknya kualitas air seperti suhu yang meningkat, stress grading dan penanganan [2]. Infeksi biasanya terjadi beberapa gari setelah ikan mengalami stress. Masa inkubasi terjadi pada suhu 15oC selama 1 minggu [4]. Outbreak biasanya terjadi pada musim panas ketika suhu >10^oC [1]

Gejala Klinis
Gejala klinis tidak spesifik, serupa dengan infeksi bakteri gram negatif lainnya. Penyakit ini dapat berlangsung secara per akut, akut, dan kronis. Pada kasus perakut, ikan dapat mati dengan gejala yang minim atau tanpa gejala klinis [2]. Pada kasus yang lebih kronis, penyakit ini dicirikan dengan hemoragi septicemia, hilangnya nafsu makan, pola berenang abnormal, emasiasi, pembesaran abdomen dan ascites, warna kehitaman. Bagian kepala berwarna merah (area hemoragi pada seluruh foramen frontal), operculum, dan mulut dari hemoragi sekitar mulut dan kepala. Warna kemerahan terdapat pada bagian ventral dan dasar sirip. Bagian mata mengalami hemoragi (terkadang terlihat cincin hemoragi di sekitar mata) dan eksopthalmia, serta hemoragi internal. Usus bagian bawah hemoragi dan radang, material usus tebal, opaq, dan purulen [1].

Gb. Petekie pada jaringan peripankreatik ikan rainbow trout (Bruno et al., 2010)

Gb. Hyphema pada mata (Roberts, 2012)

Perubahan patologi/patologi klinis
Pada nekropsi, penyakit ERM ditandai dengan kongesti, hemoragi internal, petekie pada membran serosa, hemoragi usus, pembengkakan ginjal dan limpa. Pengamatan histologi ditandai dengan hemoragi, kongesti, edema, koloni bakteri pada berbagai jaringan termasuk otak dan insang. Pada ginjal teramati foki nekrosis dengan koloni bakteri, terutama pada bagian glomerulus dan limpa [2]. Pada kasus akut, dicirikan dengan infiltrasi leukosit yang berat sedangkan pada kasus kronis, teramati adanya granuloma [3]. Pada pengamatan patologi klinik, terjadi leukositosis, retikulositosis, hematokrit rendah, dan total protein plasma rendah [4].

Gb. Koloni bakteri pada pembuluh darah glomerulus dan terdapat penebalan membrana basalis (Bruno et al., 2010)

Patogenesis
Bakteri masuk ke tubuh ikan melalui lamella insang kemudian menyebar ke usus, ginjal, hati, limpa, otak, dan jantung melalui darah [5].

Diagnosa banding
Furunkulosis, infeksi Aeromonas dan gram negatif lainnya [1], parasit internal, dan penyakit lain yang ditandai dengan anoreksia [5].

Metode Diagnosa
Isolasi organ internal yang diikuti dengan kultur dan uji biokimia, PCR, dan Histopatologi dapat menjadi acuan diagnosa [1]. Kultur bakteri Y. ruckeri dapat dilakukan dengan media TSA atau agar darah pada suhu 22oC [2]. Ginjal menjadi organ terbaik untuk diisolasi [4]. Metode IHK, FAT, ELISA dapat digunakan sebagai konfirmasi diagnosa penyakit ini [2].

Pencegahan dan Pengendalian
Tindakan pengendalian dilakukan dengan vaksinasi, menerapkan standar higienitas, menyingkirkan ikan yang mati, mengurangi stress, dan treatmen antibiotik [1]. Disinfeksi dengan klorin pada sumber air, saluran, pipa, dapat menghilangkan potensi ikan dan invertebrata karier [6]. Oksitetrasiklin menjadi pilihan utama untuk ikan konsumsi, namun sayangnya kebanyakan bakteri sudah resisten. Ormetoprim-sulfadimethoxine dapat menjadi alternatif meskipun harganya lebh mahal.Pembudidaya juga harus berhati-hati terhadap karier dengan menjaga sumber air bebas dari karier. Telur yang terinfeksi dari indukan dapat ditreatmen dengan antiseptik. Meskipun tidak praktis, menaikkan salinitas hingga 9ppm diyakini dapat menurunkan kematian pada rainbow trout. [4]

Referensi

Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 2004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia
Bruno, D.W., P.A. Noguera, T.T. Poppe. 2010. A Colour Atlas of Salmonid Diseases Second Edition. Springer: London
Roberts, R.J (Ed). 2012. Fish Pathology 4^th Ed. Wiley-Blackwell: UK
Noga, E J. 2010. Fish disease : diagnosis and treatment / Second Edition. Blackwell Publishing
Smith, S.A (Ed). 2019. Fish Disease and Medicine. CRC Press: Boca Raton
Warren, J.W. 1983. Chapter 24: Enteric Red Mouth Disease. Dalam Meyer, F.., J.W. Waren, T.G. Carey (ed). 1983. A Guide to Integrated fish health management in the great lakes basin. Great lake fishery commision. Michigan

Akoya oyster disease

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sun, 10 Aug 2025 04:35:00 +0000

Nama lain: -

Etiologi/ penyebab
tidak diketahui, kemungkinan virus kecil [1]

Hospes
Akoya pearl oyster, Pinctada fucata martensii. Kerentanan pada C. gigas dan Chlamys nobilis tidak diketahui. Tiram Akoya/China hybrid resisten terhadap penyakit [1]

Stadium rentan
tiram berumur lebih dari 1 tahun. Kerentanan juga bergantung pada strain dan subspesies tiram [2]

Epizootiologi
Penyakit ini pertama kali teramati di Jepang pada tahun 1994 dan menimbulkan kerugian ekonomi di budidaya tiram Akoya, Barat Daya Jepang. Penyakit serupa juga menyebabkan sindrom 85 pada Pinctada margaritifera di Polinesia Perancis. Penularan secara horizontal. Kematian 50-80% pada tiram Akoya usia lebih dari 1 tahun [1].

Faktor pendukung
Umumnya penyakit ini terjadi pada suhu di atas 20oC [2]. Suhu yang tinggi di musim dingin meningkatkan kematian [1]

Gejala Klinis
Otot abductor berwarna coklat kemerahan. Tiram menjadi kerdil dengan atrofi di berbagai organ. Perlambatan penutupan valvula [1]. Tampilan tiram menjadi lebih berair [2].

Gb. Tiram yang terkena akoya oyster disease, otot adduktor berwarna coklat (bawah kiri),
tiram normal (atas) (Photo credit to : S. Akamatsu (Ship and Ocean Newsletter No. 86, March 2004)

Perubahan patologi
Pada pengamatan histopatologim tiram mengalami infiltrasi hemosit dan pembuluh darah pada jaringan ikat longgar mengecil [3]. Pada studi menggunakan injeksi homogenat terkontaminasi atau transplantasi jaringan menunjukkan titer infeksi tertinggi pada hemolim, mantel, dan otot adduktor dimana mantel memiliki titer tertinggi [3].

Diagnosa banding
Malnutrisi, blooming alga, infeksi bakteri seperti vibriosis [1]

Metode Diagnosa
Smear hemosit, histopatologi [1].

Pencegahan dan Pengendalian
Pencegahan penyebaran tiram ke daerah bebas. Sterilisasi peralatan, dan pemindahan tiram ke suhu lebih rendah pada musim gugur dan panas [1]

Referensi

1. Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 1004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia Sourced from AGDAFF–NACA (2007) Aquatic Animal Diseases Significant to Asia-Pacific: Identification Field Guide. Australian Government Department of Agriculture, Fisheries and Forestry. Canberra

2. Nakayasu, C., H. Aoki, M. Nakanishi, H. Yamashita, M. Okauchi, N. Oseko, A. Kumagai. 2004. Tissue Distribution of the Agent of Akoya Oyster Disease in Japanese Pearl Oyster Pinctada fucata martensii. Fish pathology 39(4): 203-208

Proliferative kidney disease (PKD) pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Wed, 30 Jul 2025 12:02:00 +0000

Nama lain:
Tetracapsuloides bryosalmonae infection [7].

Etiologi/ penyebab:
parasit PKX (proliferative kidney x (unknown) cell), myxozoa, Tetracapsuloides bryosalmonae = Tetracapsula renicola [1,2]. Parasit ini termasuk famili Sphaerosporidae, genus Sphaerospora [4].

Hospes :
Rainbow trout, salmon [1], steelhead trout, cutthroat trout, arctic charr, grayling charr. Brook trout dapat terinfeksi tanpa gejala klinis [7].

Stadium rentan :
benih [4], juvenil [7].

Epizootiologi:
PKD merupakan penyakit yang dilaporkan terjadi Amerika Serikat, Kanada, dan Eropa [7]. Penyakit ini berjalan secara kronis dan kematian oleh penyakit ini antara 5-90% [1]. Penularan penyakit ini tidak begitu dipahami [2]. Mortalitas tinggi terjadi pada musim panas [4].

Siklus Hidup:
Siklus hidup Parasit PKX melibatkan beberapa hospes intermediet [2]. Bryozoan air tawar (Pectinatella manifica, Cristatella mucedo, Plumatella rogusaa, Fredericella sultana) menjadi inang utama dari parasit ini[3,7]. Spora dilepaskan oleh bryozoan kemudian masuk melalui kulit ikan dan berproliferasi secara cepat di organ dalam terutama limpa dan ginjal [6]. Stadium perkembangan di ginjal salmon meliputi sporogenik dan ekstrasporogenik. Stadium ekstrasporogenik terjadi di interstitial ginjal dan hanya dapat teramati pada histologi atau preparat tekan. Parasit berukuran >20um dengan plasmalemma mencolok. Stadium sporogensis terjadi di tubulus ginjal [4].

Faktor pendukung
Penyakit ini terjadi ketika suhu air meningkat [6]. Gejala klnis infeksi muncul pada suhu di atas 16oC [2]. Tingginya mortalitas tidak selalu berkaitan dengan tingginya jumlah parasit. Hal ini mengindikasikan bahwa terdapat faktor lain yang berkontribusi terhadap morbiditas [7].

Gejala Klinis
Spora infektif parasit masuk ke tubuh ikan melalui insang dan kulit [3]. Ikan yang terinfeksi PKD terlihat menggelap dan lemah. Gejala klinis yang teramati antara lain mata terlihat menonjol, tubuh membengkak, abdomen membesar, insang pucat, kulit menggelap. [1,2]. Gejala klinis eksternal hanya terlihat beberapa minggu pertama sebelum muncul gejala klinis eksternal. Pada abdomen terdapat ascites sebagai akibat kegagalan fungsi ginjal [2]. Organ hati berwarna kekuningan [4].

Gb. Gejala PKD ginjal pada rainbow trout, teramati bungkul granuloma (pict credit to Bruno et al 2010)

Perubahan patologi
Pada organ dalam, limpa dan ginjal membengkak serta teramati adanya ascites. Terkadang, ginjal dapat berwarna kelabu dan berbintik-bintik [1]. Ginjal dapat membengkak hingga 10 kalinya [8]. Pada pengamatan histologi, parasit berbentuk serupa amuba berukuran 5-20um dengan sitoplasma eosinofilik dan berbusa. Stadium awal penyakit ini ditandai dengan hiperplasia hematopoietik. Ginjal memperlihatkan nefritis interstitial kronis. Parasit juga menyerang pembuluh darah, menyebabkan nekrosis vaskulitis, melekat dan menyumbat pembuluh darah. Organ lain dengan vaskularisasi besar seperti insang, limpa, ginjal, dan pankreas juga menunjukkan perubahan serupa dengan ginjal [1]. Peradangan pada ginjal disebabkan oleh repon berlebih terhadap infeksi parasit PKX [2]. Peradangan granuloma multifokal disebabkan oleh ploriferasi stadium histozoic dan extrasporogonic parasit. Tergantikannya jaringan interstitial ginjal dengan hiperplasia hematopoietik terjadi pada awal infeksi. Pada stadium akut, teramati hemoragi yang meluas. Sedangkan pada stadium akhir, jumlah nefron dan melanomakrofag center berkurang dan digantikan dengan fibrosis kronis [3].

Patogenesis
Organ utama target parasit ini adalah ginjal. Di ginjal, parasit melakukan sporogensis namun tidak menghasilkan spora dewasa. Parasit kerap ditemukan secara tuggal atau beragregat di vena portal renalis. Keberadaan parasit di ginjal mengakibatkan nefritis interstitial, vaskulitis, atrofi tubulus. Parasit dapat menyebar ke organ lain kemungkinan melalui darah [7].

Diagnosa banding
Sphaerospora truttae [3], piscirickettsiosis [8].

Metode Diagnosa
Diaganosa awal dapat dilakukan dengan pewarnaan giemsa pada ginjal posterior atau limpa. Parasit akan teramati berdiameter 10-20um. Pemeriksaan melalui wet mount dan imprint ginjal efektif untuk mendeteksi infeksi subklinis. Histopatologi dapat digunakan sebagai diagnosa konfirmasi untuk mengetahui keberadaan parasit. Pengujian dengan PCR mampu mendeteksi parasit pada infeksi yang ringan [1].

Pencegahan dan Pengendalian
Pencegahan dapat dilakukan dengan menempatkan ikan pada air yang tidak terkontaminasi. Penyakit ini dapat dikendalikan dengan penggunaan malachite green. Namun bahan ini tidak dapat digunakan pada komoditas konsumsi. Ikan yang pernah terinfeksi menjadi kebal dan tidak bereaksi terhadap infeksi berulang [2]. Vaksin untuk penyakit ini tidak ada. Metode skrining dapat dilakukan untuk pencegahan. Pemberian fumagillin 3mg/kg bb selama 14 hari pasca terdeteksi dapat menurunkan prevalensi penyakit [4]. Agar respon imun ikan terhadap penyakit ini lebih efektif bekerja, penebaran ikan disarankan dilakukan pada akhir musim gugur, ketika jumlah parasit rendah sehingga imunitas akan meningkat ketika masuk musim semi dimana jumlah parasit meningkat [5]. Menaikkan salinitas antara 8-12ppt dapat menurunkan morbiditas dan mortalitas parasit ini. Menurunkan suhu, padat tebar, frekuensi pakan juga dapat menekan dampak dari parasit [7,8].

Referensi

Kent, M. 2002. 3.2.7 Proliferative Kidney Disease. Blue book
Schlotfeldt, H.J. Alderman, D.J. , F Baudin-Laurencin., E.M Bernoth., D.W. Bruno., W. Daelman, E. Lorenzen, K.Thorut. 1995. WHAT Should I Do: A Practical Guide For The Fresh Water Fish Farmer. European Association Of Fish Pathologist
Bruno, D.W., P.A. Noguera, T.T. Poppe. 2010. A Colour Atlas of Salmonid Diseases Second Edition. Springer: London
Woo, P.T.K., D.W. Bruno, L.H. Susan Lim (Ed). 2002. Diseases and Disorders of Finfish in Cage Culture. CABInternational: Wallingford
Jeney, G (Ed). 2017. Fish Diseases Prevention and Control Strategies. Academic Press
Roberts, R.J (Ed). Fish Pathology 4^th Ed. Wiley-Blackwell: UK
Noga, E J. 2010. Fish disease : diagnosis and treatment / Second Edition. Blackwell Publishing
Smith, S.A (Ed). 2019. Fish Disease and Medicine. CRC Press: Boca Raton

Biosekuriti pada budidaya udang

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sun, 20 Jul 2025 11:45:00 +0000

Biosekuriti dapat didefinisikan sebagai sebuah upaya untuk mencegah masuk, berkembang, dan menyebarnya suatu penyakit dari satu tempat ke tempat lain yang bebas penyakit. Pengertian biosekuriti pada budidaya udang adalah upaya untuk menghindari pathogen spesifik dari fasilitas indukan, hatchery, dan tambak, dari seluruh wilayah atau negara untuk mencegah dampak ekonomis dari suatu penyakit penting. Biosekuriti dilakukan untuk meminimalkan masuk dan menyebarnya patogen pada tambak. Biosekuriti diterapkan dengan cara mengidentifikasi resiko dan mengaplikasikan metode untuk meminimalisir resiko tersebut. Berikut ini adalah tujuan dari dilakukannya biosekuriti:

Mendeteksi potensi patogen
Meminimalisir resiko dan penyebaran patogen
Menjaga kesehatan udang
Melindungi dari masuknya penyakit baru
Melindungi kesehatan manusia.
Menekan kerugian akibat wabah penyakit
Efisiensi waktu, pakan, tenaga

Derajat resiko / potensi masuknya patogen

Setiap stadia udang dan media pembawa memiliki tingkatan resiko terhadap masuknya patogen

Faktor yang berpotensi terhadap penyebaran penyakit

Terdapat beberapa faktor yang dapat menyebarkan penyakit budidaya seperti pada diagram berikut

Komponen biosekuriti

Prinsip biosekuriti

Terdapat tiga prinsip biosekuriti antara lain:

Identifikasi bahaya
Meliputi pengetahuian jenis penyakit yang menjadi target utama, cara penularan penyakit, jenis dan asal ikan, faktor
Penilaian Resiko
Meliputi ikan masuk, sumber air, status kesehatan, peralatan dan sarana transportasi, vektor.
Penentuan perlu/tidaknya biosekuriti

Biosekuriti yang baik dapat mencegah terjadinya outbreak, kesehatan udang terjaga, produksi tinggi dan terjaga, menurunkan resiko operasional. Biosekuriti dapat bersifat negara, provinsi, hingga regional/kawasan. Biosekuriti dapat diterapkan dengan cara:

Pemisahan stadium
Karantina
Memisahkan peralatan
Penggunaan log book
Log book dapat membantu menelusur informasi status kesehatan, berat badan, jumlah pakan, dan penerapan manajemen budidaya
Pencegahan penyakit
Hal ini dapat di terapkan untuk menghilangkan patogen dari sumber air. Salah satunya adalah dengan melakukan treatmen air budidaya.
Pemantauan penyakit
Dapat dilakukan dengan sampling lethal atau non lethal.
Optimalisasi manajemen budidaya seperti padat tebar, kualitas air, nutrisi dan genetik
Pembuatan dan penerapan SOP

Biosekuriti dapat dimulai dari pintu masuk hingga ke dalam fasilitas budidaya

Biosekuriti pintu masuk

Disinfeksi kendaraan
Pintu/gerbang
Sumber air
Buku pengunjung
Lokasi parkir kendaraan pengunjung

Zona internal

Pembatasan orang
Sterilisasi peralatan dan tidak dicampur penggunaannya
Foot bath
Hand sanitizer
Pembatasan zona hatchery dan pembesaran
Kontrol hama/ pemagaran dan BSD
Kolam/petak
Perlu dipasangi net atau filter fisik atau menggunakan wire shocker untuk mencegah masuknya predator
Sterilisasi air sumber
Pemberian klorin 1ppm selama 24 jam dapat meminimalisir masuknya patogen dari sumber air
Pemantauan kesehatan udang secara berkala
Pemantauan kualitas air secara rutin

Biosekuriti di dalam hatchery

Sterilisasi peralatan
Pemisahan wadah
Spesialisasi teknisi
Sterilisasi air budidaya dengan 10-15ppm klorin sebelum digunakan

Penerapan biosekuriti

Pada penerapannya, biosekuriti dapat diterapkan secara ketat seperti pada tambak intensif dan semi intensif. Namun, karena berbagai keterbatasan, biosekuriti kadang kala tidak diterapkan sebagaimana mestinya, seperti pada tambak tradisional. Secara umum, penerapan biosekuriti dapat dilakukan dengan dua tahapan.

Referensi

Felix, S., T. Samocha, M. Menaga. 2021. Vannamei Shrimp Farming. CRC Press: Boca Raton

IISAP UQ training 2023

ToT for shrimp on farm biosecutiry and best management practices (BMPs) 2014

UAZ training 2012

Muzahar.2020. Teknologi dan Manajemen Budidaya Udang. Universitas Maritim Raja Ali Haji: Tanjung Pinang

Tehnik pewarnaan gram

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Thu, 10 Jul 2025 09:27:00 +0000

Tujuan

membedakan jenis bakteri berdasarkan komposisi dindingnya

Prinsip

Dinding sel bakteri gram negatif ketika diberikan decolorizer akan luntur dan menyerap warna pink hingga merah ketika diwarnai dengan safranin. Sedangkan dinding sel bakteri gram positif memiliki peptidoglikan sehingga akan tetap ungu hingga biru gelap.

Cara

Uji ini dilakukan setelah melakukan uji motilitas
Bersihkan objek glass dengan alkohol dan panaskan sebentar di atas bunsen hingga kering
Ulasan dari uji motilitas atau dari biakan murni 24 jam sebanyak 1 ose ke atas objek glass yang telah ditetesi saline/ aquades steril/ PBS, ratakan
Biarkan kering angin lalu fiksasi dengan panas api bunsen selama 2-3 kali, jangan terlalu panas
Kristal violet (ungu) selama 10-60 detik
Cuci dengan air mengalir
Iodin selama 10-60 detik

Gb. Pemberian iodin (pict credit to scienceprofonline.com)

Cuci dengan air mengalir
Teteskan Decolorizer selama 5-20 detik, hingga jernih atau warna ungu sudah tidak terlihat
Cuci dengan air mengalir
Safranin selama 10-60 detik

Gb. Pemberian safranin (pict credit to scienceprofonline.com)

Cuci dengan air mengalir
Kering anginkan dan amati dengan perbesaran 1000x dengan menggunakan minyak emersi
(waktu dapat diubah dan disesuaikan)

Interpretasi:

Ungu atau biru gelap: gram positif
merah atau pink: gram negatif
Amati juga bentuk organisme

Gb. Bakteri gram positif (Staphylococcus sp.)
(Pict credit to scienceprofonline.com)

Gb. Bakteri gram negatif (E. coli )
(Pict credit to scienceprofonline.com )

Tips:

Gunakan peralatan steril
Fiksasi terlalu lama atau terlalu panas akan membuat bakteri mati
Objek glass tidak boleh terlalu panas ketika dipegang
Penggunan decolorizer tidak boleh terlalu lama, untuk menghindari hasil negatif palsu
Decolorizer terlalu sedikit akan menghasilkan hasil positif palsu
lakukan kontrol perwarna dan interpretasi secara berkala, untuk koreksi gunakan isolat ATCC

Referensi

Course The University of Arizona Department of Veterinary Science and Microbiology Aquaculture Pathology 2009

Eissa, A.E. 2016. Clinical and laboratory manual of fish diseases. LAP LAMBERT Academic publishing: Jerman.

NSWH. 2004. NSWH Laboratory procedure manual chapter 5.

USFWS/AFS-FHS Standard procedures for aquatic animal health inspection

Withering Syndrome (WS) pada Abalone

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Mon, 30 Jun 2025 06:14:00 +0000

Nama lain:

Withering Syndrome (WS) of Abalone [1];

Etiologi/ penyebab:

Bakteri intraseluler gram negatif serupa rickettsia / Rickettsiales like prokaryote (RLP), Candidatus xenohaliotis californiensis ca.Xc., termasuk dalam famili Anaplasmataceae [1,2,4]. Dinilai dari patogenesitasnya, phage-infected rickettsial like organisms (RLOv) kurang patogen pada black abalone dibandingkan non phage-RLOs [2].

Hospes :

Ssemua spesies Haliotis.sp baik liar maupun yang dibudidayakan [1,4] seperti black abalone (Haliotis cracherodii), red abalone (Haliotis rufescens), pink abalone (Haliotis corrugata) dan green abalone (Haliotis fulgens). White abalone (Haliotis sorenseni) dan flat abalone (Haliotis walallensis) rentan infeksi secara laboratorium. Pinto abalone (Haliotis kamtschatkana) dapat terinfeksi namun kerentanan tidak diketahui. [1]. Infeksi pada Haliotis cracherodii (black abalone) lebih berat dibandingkan H. rufescens (Red abalone) [2].

Siklus hidup

Bakteri ini membelah secara biner (6) dan penyebarannya secara horizontal (langsung). Koloni ascidian terindikasi mengonsentrasikan bakteri ini (berdasarkan PCR), namun perannya sebagai vektor masih diragukan [4].

Stadium rentan:

semua stadium post larva rentan terhadap infeksi X. Californiensis. Gejala klinis biasanya teramati ketika abalone berukura >1 tahun. Abalone dengan ukuran <10mm kemungkinan terdeteksi secara histologi rendah, namum pada PCR probabilitasnya mencukupi untuk deteksi [4].

Epizootiologi:

Penyakit ini terdapat di California, Amerika serikat dan pantai barat Baja California Sur, Mexico. Penularan secara horizontal. Hospes intermediet tidak terlibat pada siklusnya. Masa inkubasi penyakit ini sekitar 3-7 bulan. Dibutuhkan 247 hari dari paparan untuk memunculkan gejala klinis. Sedangkan untuk kematian, pada black abalone berkisar antara 85-100% [1,2]. Kasus serupa pernah dilaporkan di Taiwan, namun demikian identifikasi PCR menunjukkan bahwa organisme tidak identik dengan organisme penyebab WS di Californias [2]. Penyakit ini di negara lain seperti Islandia, Irlandia, Israel, Jepang, Spayol, dan Thailand, bahkan negara lainnya kemungkinan sudah tersebar, mengingat abalone yang terinfeksi pernah dikirimkan ke negara-negara tersebut. Penularan terjadi secara horizontal melalui feco-oral. Infeksi dapat berlangsung lama tanpa gejala klinis pada abalone yang dipelihara pada suhu rendah (misal 15oC pada red abalone) dan infeksinya meningkat pada suhu >17oC seperti pada red, black, dan white abalone. Namun demikian, beberapa spesies yang hidup di perairan hangat dapat menjadi karier. Abalone yang terinfeksi akan tetap terinfeksi meskipun berada di suhu rendah [4]

Faktor pendukung:

Suhu air yang meningkat pada musim panas akan meningkatkan kerentanan [1]

Gejala Klinis:

Kehilangan berat badan, mantel masuk ke dalam, anorexia, kelemahan, letargi, perlambatan pertumbuhan gonad dan kematian [1]. Digestive glad terdapat bercak berwarna putih dan pedal mengalami atrofi [4].

Perubahan patologi:

Secara mikroskopis esophagus posterior terdapat inklusi bakteri basofilik bulat, degenerasi, metaplasia dan / keradangan kelenjar pencernaan dan otot kaki atrofi. Inklusi terdapat di sel epitel serupa ductus pada saluran pencernaan seperti post esophagus, ductus kelenjar pencernaan, dan usus. Sel mucosa pensekresi dan pengabsorbsi digantikan oleh sel mucosa seperti ductus yang sedikit berdiferensiasi. Epitel tubulus mengalami hipertrofi, nekrosis, dan metaplasia menjadi epitel skuamus. Disamping itu juga teramati peningkatan jaringan ikat. Berkas otot hilang dan terdapat peningkatan jaringan ikat di kaki [1,2].

Diagnosa banding:

Suplai pakan yang buruk [1]

Metode Diagnosa:

Squash, histopatologi, isolasi virus, PCR, TEM, ISH [1]. Squash dengan menggunakan pewarna propidium iodide cukup untuk membedakan. Bakteri ini tidak dapat dikultur pada cell line ataupun media bakteri. [3].

Pencegahan dan Pengendalian:

Pencegahan dapat dilakukan dengan menurunkan kepadatan dan pemberian pakan berantibiotik oxytetracycline [1]. Antibiotik seperti chloramfenicol, claritomycin atau sarafloxacin tidak efeketif untuk mengatasi penyakit ini [3]. Suhu rendah dapat mencegah terjadinya infeksi, meskipun secara histologi patogen masig terdeteksi [2]. Seleksi abalone resisten cukup menjanjikan untuk dicoba [4].

Referensi

1. Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 1004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia

2. Lewbart, G. (ed). 2022. Invertebrate medicine. John Wiley & Sons.

3. Friedman, CS; Andree, KB; Beauchamp, KA; Moore, JD; Robbins, TT; Shields, Jeffrey D.; and Hendricks, RP, 'Candidatus Xenohaliotis californiensis', a newly described pathogen of abalone, Haliotis spp., along the west coast of North America (2000). International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 50(part 2), 847-855

4. OIE. 2009. Chapter 2.4.7. — Infection with Xenohaliotis californiensis. Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals

Mengenal bahaya bakteri Vibrio vulnificus bagi konsumen Seafood

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Fri, 20 Jun 2025 00:56:00 +0000

Salah satu bakteri yang menimbulkan dampak berbahaya bagi manusia adalah Vibrio vulnificus. Bakteri ini mudah ditemukan di perairan laut dan kerang. Infeksi V. vulnificus ini banyak terjadi di daerah subtropis seperti belahan bumi barat, Samudera Atlantik, Thailand, dan Jepang. Di teluk Meksiko, bakteri ini ditemukan dalam konsentrasi tinggi pada bulan April hingga Oktober. Peningkatan kasus bakteri ini berkaitan erat dengan kenaikan suhu bumi yang merupakan suhu optimal pertumbuhan V. vulnificus.

Vibrio vulnificus ini memiliki karakteristik serupa dengan V. parahaemolyticus dimana dapat tumbuh optimal pada suhu 37^oC dan rentang pH 5-10. Faktor virulensi dari V. vulnificus adalah kapsula, sitolisin, protease/elastase, dan fosfolipase. V. vulnificus memiliki 3 biotipe, biotipe 1 yang bersifat patogen pada manusia, biotipe 2 yang patogen pada belut dan biotipe yang menyebabkan infeksi melalui luka pada manusia.

Bakteri ini diketahui dapat menular melalui bahan makanan asal laut yang tidak dimasak dengan baik atau mentah. Dari banyak kasus, 88% kasus ditemukan karena memakan tiram, 4% udang, 4% ikan, dan 1% kerang, lobster, dll. Penularan bakteri ini juga dapat terjadi melalui luka terbuka saat berenang di laut, menyelam, memancing, atau dari aktifitas lain yang berkaitan dengan pengolahan makanan laut. Berbeda dengan penyakit zoonosis asal tiram lainnya. V. vulnificus tidak berkaitan dengan feses manusia atau cemaran feses.

Orang yang terinfeksi bakteri V. Vulnificus akan mengalami gejala pada saluran pencernaan seperti mual, muntah, sakit perut, diare, demam, sepsis, shock, hingga kematian. Kematian akibat infeksi bakteri ini dapat terjadi 48 jam pasca infeksi. Orang dengan penyakit diabetes, hati, kanker, HIV/AIDS, gangguan lambung, imun lemah, dan penyakit ginjal kronis beresiko tinggi terhadap infeksi V. vulnificus. Tingkat mortalitas dari bakteri ini melalui makanan cukup tinggi, mencapai 50%.

Bentuk pencegahan infeksi V. vulnificus adalah dengan menghindari makanan laut yang mentah, menghindari kontak luka terbuka dengan air laut, serta mengenali adanya gejala klinis untuk segera melakukan penanganan. Dibandingkan bakteri vibrio lainnya. V. vulnificus lebih sensitif terhadap berbagai metode inaktivasi dari pengolahan pangan. Pemanasan dengan suhu 50oC selama 5 menit atau pembekuan -40oC selama 3 minggu dapat menurunkan jumlah bakteri ini. Depurasi dinilai kurang efektif dalam mengeliminasi V. vulnificus.

Referensi

Tom, P.D. & Stivers, T.L. 2007. Vibrio bacteria pose dangers for consumers, seafood workers. . Global Aquaculture Advocate 10(2): 20-21

Food and Environmental Hygiene Department The Government of the Hong Kong Special Administrative Region. 2005. Vibrio species in seafood. Risk Assessment Studies Report no 20.

FAO. 2005. Risk assessment of Vibrio vulnificus in raw oysters Interpretative summary and technical report. WHO

Leng, F., Lin, S., Wu, W., Zhang, J., Song, J., & Zhong, M. 2019. Epidemiology, pathogenetic mechanism, clinical characteristics, and treatment of Vibrio vulnificus infection: a case report and literature review. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases, 38,

Sanam, M.U.E., M.A. Gelolodo, E.Tangkonda, F.R. Loe. 2023. Tinjauan Vibrio vulnificus sebagai Ancaman Emerging Foodborne Disease pada Makanan Laut Segar. Jurnal Kajian Veteriner 11(2): 149-165

Pengamatan klinis pada moluska

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Mon, 09 Jun 2025 23:37:00 +0000

Sama halnya dengan spesies akuatik lainnya, pengamatan klinis pada moluksa harus dilakukan setiap kali mengamati status kesehatan. Sebelum dilakukan pengamatn, terlebih dahulu dilakukan pengumpulan data lapangan yang meliputi:

- Lokasi budidaya/ lokasi pengambilan sampel

- Jenis spesies

Metode dan prosedur

Pada moluska, pengamatan klinis dilakukan dengan mengikuti prosedur sebagai berikut:

Anamnesa dilakukan pertama kali dengan mencatat data-data yang terdapat di lapangan beserta sejarah dari penyakit. Catat lokasi, spesies, dan tahun.
Usap dan hilangkan kotoran serta organisme penempel yang menutupi tubuh moluska
Lakukan prosedur untuk histocytology dengan mengebor atau melubangi cangkang dan membiarkan kerang semalaman agar bagian-bagian kerang lebih bersih
Lakukan pengukuran cangkang
Membuka kerang dengan membuka cangkang (dari bill dan hinge) lalu memotong M. abductor (otot) setipis dan sedekat mungkin dengan cangkang (hindari memotong organ).
Setelah terbuka, diamati adanya kondisi pada cangkang dan organ tubuh.
Amati terlebih dahulu:
- Otot yang hilang atau lemah yang melekat di cangkang
- Mantel yang kering
- Warna atau bau yang abnormal
- Bagian tubuh yang terpotong saat proses membuka, bagian ini akan menimbulkan reaksi peradangan
- Keberadaan, jumlah, dan ukuran spat
- Cangkang yang tidak menutup rapat

Kemudian, catat abnormalitas makroskopis yang teramati pada organ:

a. Kondisi abnormalitas pada cangkang

- Shell and mud Blister

- Boring sponge (infestasi Cliona.sp)

- Boring clam/ oyster piddock (Diplothyra smithii)

- Cincin coklat

- Malformasi

- Mud worm tunnel (Polydora.sp)

- Maladie du pied

- Pustula pada cangkang

- Calcareous malformation

- Conchiolin deposit

- Drill egg and drill holes

- Pearl

- Scar

- Deposit conchiolin pada kasus JOD (Juvenile Oyster Disease)

- Kesembuhan dari penyempitan mantel

Gb. Cangkang tiram C. virginica yang sembuh dari penyempitan mantel

(Pict credit to C.A. Farley, NOAA, Oxford, MD.)

b. Kondisi abnormalitas pada organ
- Abses
- Pigmentasi abnormal
- Erosi insang
- Pustula
- Watery
- Otot lemah atau kehilangan kemampuan melekat (adhesi) pada cangkang
- Reaksi mantel rendah (kering)
- Terdapat bau dan perubahan warna
- Terdapat luka tusukan, irisan, atau robek
- Resesi/ retraksi matel serta rekoverinya
- Watery cyst
- Pearls

Gb. Pustula yang mengering pada permukaan dalam valve C. virginica
(Pict credit to C.A. Farley, NOAA, Oxford, MD.)

c. Organisme fouling

- Banacles

- Mussels

- Molgula.sp

- Anemones

- Encrusting byrozoa and rom tubes

- Crepidula fornicate (slipper shell)

- Sponge

d. Parasit lain

- Pest carb Pinnotheres sp (area insang)

- Copepod Mytillicola sp (area lambung)

- Ciliata yang mengista (area insang)

e. Indikator fisiologis

- Kodisi berlemak, medium, atau berair

- Diverticulum digestive pucat

- Edema

- Kelainan gonad

- Lesi insang: erosi insang dan insang kotor

- Pigmentasi: Copper (biru-hijau), Melanin (black), Diapedesis (kuning-hijau)

- Pertumbuhan cangkang baru

f. Predator

- Blue crab Callinectes sapidus, memangsa spat dan melekat pada cangkang

- Mud crab (memangsa spat)

- Toadfish Ospanus tau

- Drill Urosalphinx cinerea

- Cacing pipih Styochus elipticus

- Bintang laut Asterias forbesi

- Mud prawn Callianassa sp

- Black drum, sting ray, burung, dan manusia

Referensi

Howard, D. W., E. J. Lewis, B. J. Keller, and C. S. Smith. 2004. Histological techniques for marine bivalve mollusks and crustaceans. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 5, 218 pp.

Ifremer. 2011. Molluscs processing for diagnostic by histology. European Union Refrence Labooratory for Molluscs Disease

Sistem kardiovaskular pada ikan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Fri, 30 May 2025 12:31:00 +0000

Jantung merupakan organ utama pada sistem kardiovaskuler ikan yang bertugas dalam memompa darah untuk dialirkan ke seluruh tubuh. Darah yang bersirkulasi dari jantung menuju arkus insang teroksigenasi oleh difusi melalui epitel lamela insang. Darah kemudian dipompa dari aorta dorsal menuju arteri, mengalir ke kapiler perifer sebelum kembali melalui sistem vena. Jantung pada teleostei memiliki empat ruang dimana darah mengalir dalam sebuah alur sederhana: sinus venosus, atrium, ventrikel, dan bulbus arteriosus.

Gb. Gambaran bagian-bagian dari jantung ikan

Darah venous yang teroksigenasi masuk melalui sinus venosus dari duktus cuvieri atau vena kardinal dan vena-vena utama. Tidak ada katup pintu masuk dan sinus berukuran sangat kecil sehingga sulit dipastikan sebagai pemisah ruangan jantung. Dindingnya tipis dan utamanya disusun oleh jaringan ikat kolagen, meskipun pada beberapa spesies terbentuk dari otot dan kontraktil. Melalui dua katup sino atrialis darah mengalir ke atrium yang berada di bagian dorsal ventrikel.

Dinding jantung terbuat dari 3 lapisan: endokardium, myocardium (otot), dan epicardium. Epicardium tersusun dari selapis epitel pipih, mesothelium pada lapisan jaringan ikat yang berbatasan dengan cavum pericardium. Myocardium berlapis tebal, tergantung bagian dari jantung dan dapat beregenerasi. Endocardiym tersusun atas endotel yang tebal. Otot jantung berbeda dengan otot rangka, dimana otot jantung saling beranastomosoe. Serabut purkinje yang umum pada vertebrata tingkat tinggi, jarang ditemukan pada ikan. Namun demikian, sel pacemaker jantung terkadang ditemukan pada ostium sinoatrialisa dan di tempat lain untuk menginisiasi denyut jantung.

Atrium memiliki dinding yang tipis dan trabekula otot melintang di lumen dalam sebuah jalinan yang longgar. Pembatas endotel membentuk area yang luas dan memiliki aktifitas fagosit sebagai bagian dari sistem retikuloendotelial. Kontraksi atrium mendorong darah dari valvula menuju ventrikel. Atrium pada ikan memiliki ukuran dan bentuk yang bervariasi. Atrium terbentuk dari myocardium sisi eksternal dan jalinan trabekula (musculus Pectinate).

Ventrikel jantung memiliki dinding yang lebih tebal dibandingkan atrium dan histologi normalnya hanya berupa lumen kecil. Bentuk ventrikel eksternal pada ikan terbagi menjadi 3. Pertama adalah bentuk piramidal yang mana berkaitan dengan kehidupan ikan yang aktif dan output yang tinggi seperti pada salmon, ikan scombridae, tuna, ikan molly. Bentuk saccus teramati pada berbagai jenis ikan teleostei laut. Dan bentuk tubular teramati pada ikan lele dan ikan d Terdapat dua lapisan otot venterikel meliputi lapisan padat bagian luar yang mencolok dan lapisan spons dengan trabekula yang banyak. Ketebalan lapisan yang padat bervariasi, trabekula hampir tidak ada pada spesies yang kurang aktif seperti pleuronectides (misalnya flounders). Pembuluh darah jantung berjalan ke bagian luar ventrikel menyuplai otot yang padat sedangkan otot spons mendapatkan suplai oksigen dari darah venous di lumen. Serabut otot memiliki diameter sekitar 6 μm, setengah dari otot mamalia. Serabut ini serupa dengan mamalia dimana discus intercalatus diantara sel. Dari ventrikel darah masuk ke bulbus arteriosus melalui sepasang klep.

Bulbus arteriosus berwarna putih, berbentuk seperti buah pir, memiliki dinding yang tebal, tersusun dari jaringan elastis dan otot polos. Bagian jantung ini memiliki struktur yang rumit namun pada dasarnya berperan sebagai penampung elastic pasif yang memperhalus tekanan pulsus dari ventrikel dan mengatur aliran darah selama diastol ventrikel. Jaringan elastis bulbus sangat berbeda strukturnya dengan elastisitas yang dimiliki arteri. Lapisan terluar, pericardium tersusun dari dua lapisan. Epicardium visceral yang melekat pada jantung di bagian spatium pericardialis sedangkan lapisan kedua yakni pericardium parietal atau percardium terluar membatasi cavum pericardii. Rongga pericardium terisi oleh cairan serous, yang memisahkan kedua membran.

Arteri

Aorta ventral berjalan ke arah depan dari jantung dan mengalirkan darah ke insang melalui arteri branchial afferent. Arteri afferent insang memiliki struktur arterial vertebrae yang normal, tersusun dari tiga lapis dinding, adventitia di bagian luar, media dan intima. Perkembangan lapisan-lapisan ini berbeda bergantung pada pembuluh darah dan fungsinya. Endotelium dari tunika intima tersusun dari sel-sel pipih yang dapat dibedakan hanya dengan nukleus yang tercat gelap, yang menonjol ke dalam lumen. Sel yang bersebelahan berinterdigitasi sehingga endotelium membentuk sebuah permukaan menyambung. Terdapat membrana basalis yang halus di bawah endotelium, namun hanya dapat terlihat dengan mikroskop elektron. Tunika intima merupakan jaringan elastis yang luas dan tunika media terdiri dari lamina jaringan elastis, atau serabut dengan sel-sel otot polos di sela-selanya. Tunika adventitia tersusun atas serabut fibroblast dan kolagen.

Vena

Vena ikan, seperti pada vertebrata lainnya relatif tidak melebar dan memiliki dinding yang tersusun utamanya dari kolagen. Vena-vena utama berdiameter besar dengan tekanan yang rendah, kurang dari 10mmHg. Katup tidaklah umum pada sistem vena teleostei. Struktur vena hampir sama dengan arteri namun tunica media nya kurang berkembang dan lebih tipis dibandingkan arteri. Bahkan kadang tidak dijumpai. Sedangkan tunica adventitia lebih tebal daripada arteri.

Pembuluh limfa

Sistem pembuangan limfa pada ikan sangat lebar, mungkin karena tingginya permeabilitas kapiler. Volume limfa sekitar empat kali dari volume darah dan komposisinya hampir identik dengan plasma darah. Bagian terbesar dari myomer, atau segmen otot, sirkulasi limfatik adalah satu-satunya sirkulasi yang ada karena tidak ada pembuluh darah yang berarti di otot putih. Limfa dikumpulkan dari seluruh area melalui sistem pembuluh, sinus, dan duktus yang tampak sebagai ruang kosong atau sering tidak terlihat ketika mengempis.

Kapiler

Secara histologi, struktur kapiler serupa dengan yang ada pada mamalia namun lebih permeabel. Kapiler tersusun atas selapis endotel pipih selapis dengan membrana basalis. Kapiler berfungsi untuk pertukaran oksigen, nutrisi, dan produk sampah.

Referensi

Genten, F., Terwinghe, E., Danguy, A. 2009. Atlas of Fish Histology. Science Publishers: India

Mumford, S., J. Heidel., C. Smith., J. Morrison., B. MacConnell., V. Blazer. 2007. Fish Histology and Histopathology. USFWS-NCTC

Mokhtar, D.M. 2017. Fish Histology: from cells to organs. Apple Academic Press: Canada

Wedemeyer, G.A. 1996. Physiology of fish in intensive eul ture systems. Springer Science Business Media

Nitrat dalam perikanan

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Tue, 20 May 2025 10:51:00 +0000

Nitrat merupakan salah satu produk buangan sebagai hasil akhir dari amonia. Nitrat merupakan hasil oksidasi dari nitrit oleh bakteri nitrobakter dan mikroorganisme lainnya. Penumpukan nitrat biasanya berasal dari kolam-kolam yang jarang melakukan penggantian air dan pupuk yang terbawa air hujan. Senyawa nitrat tersusun dari atom nitrogen dan oksigen dalam bentuk NO3-. Nitrat pada tumbuhan dan mikroorganisme perairan berfungsi sebagai sumber nutrisi untuk pertumbuhan dan perkembangan.

Nitrat sebenarnya tidak toksik dibandingkat nitrit. Rendahnya toksisitas nitrat dibandingkan amonia dan nitrit disebabkan oleh rendahnya permeabilitas insang terhadap nitrat. Namun demikian apabila kadarnya melebihi ambang batas dapat membahayakan Kesehatan ikan. Dampak keracunan nitrit sebenarnya hampir sama dengan nitrit dimana transport oksigen dan osmoregulasi terganggu. Nilai nitrat yang tinggi dapat menimbulkan eutrofikasi/pengkayaan dan pertumbuhan alga berlebih sehingga dapat menimbulkan resiko penurunan oksigen dan kualitas air. Oleh karenanya, nitrat banyak digunakan sebagai parameter untuk menentukan tingkat kesuburan suatu perairan.

Nitrat pada dasarnya dapat hilang dari air pemeliharaan secara alami oleh makrofita, alga, dan bakteri yang berasimilasi dengan organisme hidup lainnya di air. Beberapa jenis bakteri juga dapat menggunakan nitrat untuk oksidasi bahan organic pada kondisi anaerob. Kadar nitrat yang direkomendasikan adalah <30ppm. Kadar yang melebihi 40ppm dapat menimbulkan stress pada ikan. Nitrat akan lebih mudah terakumulasi pada sistem budidaya RAS (Resirculation Aquaculture System) karena sistem air yang tertutup dan minim penggantian. Tingginya nitrat ini dapat diatasi dengan penggantian air atau menambah sumber karbon untuk mengurangi akumulasi nitrat.

Referensi

A.S. Azis. 2024. Pembesaran vaname berbasis bioflok. Akuatika Indonesia Raya

Roberts, H.E (Ed). 2010. Fundamentals of ornamental fish health. Blackwell Publishing

Jepson, L. 2001. A practical guide to keeping healthy fish in a stable environment. Barron’s educational series: Ney York

Lawson, T. 2013. Fundamentals of Aquacultural Engineering. Springer Science & Business Media

Lewbart, G.A. 1997. Fish Medicine Handbook: Fish Supplement For The Exotic Companion Medicine Handbook. Zoological Education Network

Wildgoose, W.H (Ed). 2001. BSAVA Manual of Ornamental Fish. British Small Animal Veterinary Association

Ibrahim, T.A., J.N.W. Schaduw, H. Sambali. 2024. Perikanan Budidaya Berkelanjutan: Jejak dan Harapan dari Halmahera Barat. Penerbit Amerta Media: Banyumas

Prosedur umum wet mount pada udang

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sat, 10 May 2025 05:50:00 +0000

Tujuan
Untuk pemeriksaan penyakit udang secara mikroskopis

Alat dan Bahan

Objek glass
Cover glass
Pipet Pasteur
Pinset
Mikroskop cahaya

Prosedur

Letakkan setetes air laut (bila tidak ada gunakan NaCl) di atas objek glass
Ambil larva/ atau jaringan yang ingin di amati di atas objek glass
Tutup dengan cover glass
Amati

Gb. pembuatan preparat wet mount (pict Brock & Main, 1994)

Parameter pengamatan:

Parasit
Abnormalitas morfologi
Badan oklusi virus

Referensi

Abramoff, P. danThomson, R.G. 1996. Light Microscopy dalam Brock, J.A dan Main, K.L. 1994. A Guide To The Common Problems and Disease of Cultured Penaeus vannamei.The Oceanic Institutes: Honolulu

Brock, J.A dan Main, K.L. 1994. A Guide To The Common Problems and Disease of Cultured Penaeus vannamei.The Oceanic Institutes: Honolulu

BACTERIAL KIDNEY DISEASE (BKD) pada ikan salmon

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sat, 26 Apr 2025 12:05:00 +0000

Nama lain :
corynebacterial kidney disease, salmonid kidney disease [1]. Kidney disease, Dee’s disease [6], Renibacterium salmoninarum infection [10]

Etiologi/ penyebab:
Renibacterium salmoninarum, bakteri gram positif [1]. Bakteri ini berukuran 0,5 x 1 um, non acid fast, non motil, cocobasil, non spora dan optimal tumbuh pada suhu 15oc [4,6]. Bakteri memproduksi katalase dan membutuhkan L-cystein. Kultur dapat berhasil dilakukan setelah beberapa minggu pada media Mueller Hinton dengan tambahan L-cystein hydrochloride [4]. Faktor virulensi dari bakteri ini adalah antigen F atau yang dikenal dengan p57 [9].

Hospes :
salmon baik di air tawar maupun laut [1], sebagian dari kelompok Onchorynchus [2], spesies Salvelinus, brown dan rainbow trout, Danube salmon. Spesies non salmon dapat menjadi karier sebagian besar tanpa disertai gejala klinis [3]. Spesies non salmon yang pernah dilaporkan dengan BKD klinis adalah ikan Ayu Plecoglossu altivelis dan pacific hake Merluccius productus [5]. Bakteri ini dapat bertahan di lingkungan hingga 21 hari [11].

Stadium rentan :
Penyakit ini dapat terjadi pada ikan dengan berbagai stadia, namun lebih rentan pada ikan berusia 6 bulan atau lebih seperti juvenil dan dewasa [6,7].

Epizootiologi
Pertama kali penyakit ini dilaporkan pada ikan salmon atlantik di Skotlandia pada tahun 1930an [4]. Penyakit ini terdapat di Amerika Utara, Jepang, Inggris, Eropa Barat termasuk Denmark, Finlandia, Perancis, Jerman, Islandia, Norwegia, Polandia, Italia, Spanyol, Turki, Dan Portugal, Swedia, Turki, dan Yugoslavia. Penularan terjadi secara horizontal dan vertikal [1]. Secara horizontal virus ditularkan melalui air dan feses. Virulensi penyakit ini bervariasi sesuai dengan strain bakteri, spesies salmon yang terinfeksi, dan kondisi lingkungan [2]. Pemberian pakan dengan jeroan yang terkontaminasi tanpa dipasteurisasi meningkatkan resiko terjadinya penyakit ini [6]. Penularan secara vertikal melalui telur yakni dari jaringan ovarium ketika ovulasi [4]. Penularan juga dapat terjadi dari cairan seminalis pejantan ketika terjadi fertilisasi [6]. Penyakit ini merupakan penyakit kronis, serupa dengan mycobacteriosis pada ikan hias [3]. Sekali ikan terinfeksi oleh BKD akan menjadi karier untuk seumur hidupnya [6]. Meskipun bakteri ini dapat ditemukan di air tawar dan laut, ketahanan bakteri di air tawar di luar inang sangat terbatas dan tidak cukup untuk dapat menimbulkan penularan ke ikan lainnya [9]. Kerugian yang ditimbulkan oleh penyakit ini mencapai 80% pada pacific salmon dan 40% pada atlantic salmon [10],

Faktor pendukung
Kematian tertinggi pada penularan secara vertikal terjadi pada suhu 12oC [4]. Kematian tertinggi juga sering terjadi pada musim spring pada suhu 8 dan 14oC [3]. Stress ketika pemindahan salmon dari air tawar ke air laut atau saat pemijahan dapat memicu perkembangan penyakit terutama yang bersifat akut [10].

Gejala Klinis
Pada stadium akut, ikan dapat mati danpa disertai gejala klinis. Namun demikian yang paling menciri adalah BKD dengan tipe kronis [6]. Penyakit ini ditandai dengan peningkatan kematian untuk periode yang lama. Eksopthalmia, ascites, disebabkan oleh buruknya osmoregulasi akibat kerusakan ginjal. Kulit menghitam, letargi, anemia, insang pucat, kulit melepuh, hemoragi, cystic cavity pada otot skelet. Beberapa ikan memiliki infeksi lokal daripada sistemik dengan lesi di sekitar mata, otot, atau kulit [1].Ikan dapat kehilangan satu mata dan korneanya berkabut. Sepanjang linea lateralis dapat dijumpai lepuh berdarah [3]. Ikan kehilangan kesimbangan dengan perut yang membesar [4]. Pada telur yang tertular secara vertikal, gejala klinis tidak akan muncul hingga ikan berukuran 15cm [3].

Gb. Ikan salmon yang terinfeksi R. salmoninarum mengalami hemoragi petekie pada ventral tubuh
(Pict credit to Meyers et al., 2008)

Gb. Granuloma pada ginjal ikan salmon yang terkena BKD
(pict credit to Bruno et al., 2010)

Perubahan patologi
Secara internal, terdapat lesi granuloma berwarna kelabu/ putih di seluruh organ,terutama ginjal. Pembesaran limpa juga teramati. Bintik-bintik kelabu dapat menunjukkan gejala multiplikasi dan penggabungan sehingga terlihat membengkak dengan bercak-bercak kelabu ireguler [2]. Terdapat indikasi adanya anemia dengan pucatnya berbagai organ dalam. Caeca pylorica berwarna pucat dengan material serupa lemak. Lapisan seperti pseudomembran terlihat menutupi organ dalam. Pada usus, dapat terisi material cair kuning dan bisa mengandung darah. Secara histologi, teramati radang granuloma yang khas dengan nekrosis kaseosa dan infiltrasi sel lymphoid. Pada stadium awal, hanya terdapat agregat di permukaan limpa dan jaringan pankreatik. Kemudian menjadi nekrosis yang menyebar dengan sel piknosis di elipsoid. Kapsula fibrous terbentuk untuk menjebak bakteri di dalamnya. Pada ginjal terdapat nekrosis fokal dan edema dengan glomerulopathy. Bakteri ini juga dapat ditemukan di insang [4].

Gb. Granuloma multifokal disertai melanin pada organ ginjal
(pict credit to Bruno et al., 2010)

Patogenesitas
Bakteri ini mampu menghindari perusakan lisosom dari sel darah yang akan memakan. Hal ini akan mencegah penghancuran oleh mekanisme pertahanan ikan. Penularan melalui pakan dan air laut dapat berdampak pada patogenesitas R. salmoninarum. Kadar infeksi pada indukan dipercaya memiliki kaitan dengan kerentanan pada keturunannya [2].

Diagnosa banding
Penyakit proliferative ginjal (PKD), nephrocalsinosis, infeksi bakteri gram negatif lainnya, infeksi jamur yang menimbulkan granuloma pada organ abdomen, mycobacteriosis, Nocardia, Carnobacterium maltaromaticum, Ichtyoponus sp., Erythrocytic inclusion body syndrome virus infection salmon parr dan post smolts [1, 11]. Pada PKD ginjal tampak membengkak namun tidak berubah warnanya menjadi kelabu. Pada nephrocalsinosis hanya berdampak pada ductus urinarius sehingga tekstur dan warna menjadi seperti porselen [2]. Bakteri ini dapat dibedakan dari mycobacterium sebab oleh sifatnya yang non acid fast [10].

Metode Diagnosa
Diagnosa biasanya baru dapat dipastikan pada ikan usia lebih dari satu tahun seiring dengan penyakit yang menjadi kronis. Ikan yang berusia muda namun tidak menunjukkan gejala klinis akan sia-sia jika dilakukan pemeriksaan klinis. Diagnosa dilakukan dengan pengamatan secara makroskopis, histopatologi, kultur bakteri, direct dan indirect FAT, ELISA, PCR. Secara makroskopis ginjal dan organ lain membesar dengan bercak kelabu. Secara histopatologi terdapat granuloma pada ginjal. Bakteri ini terdapat pada potongan ginjal baik dengan smear maupun imprint. Kultur bakteri dilakukan selama 6-19 mingggu pada suhu 15oC. Media isolasi harus mengandung cysteine dan serum seperti KDM2. Bakteri ini lambat tumbuh baik pada ikan maupun media isolasi [1]. Bakteri, pada pengamatan histologi hanya dapat teramati dengan pewarnaan PAS dan gram [4]. Smear jaringan dapat digunakan untuk pengamatan bakteri pada infeksi berat [10].

Pencegahan dan Pengendalian
Bakteri ini termasuk sulit untuk dikendalikan, karena sifatnya yang intraseluler dan dapat ditularkan secara vertikal [3,7]. Belum ada vaksin yang tersedia untuk penyakit ini [1]. HIngga saat ini pengembangan vaksin masih menghadapi berbagai kendala dengan hasil yang tak selalu memuaskan. Novartis dilaporkan mengembangkan vaksin dengan live Arthrobacter spp. Untuk mengendalikan penyakit ini di Kanada [7]. Kemoterapi juga menunjukkan respon yang buruk. Surveilans dan kontrol merupakan strategi terpenting untuk membatasi penyebaran penyakit [1]. Injeksi indukan dengan erythromycine secara regular dapat mencegah penularan vertikal melalui telur [2]. Namun demikian, tidak semua negara dapat menerima penggunaan antibiotik ini [3]. Guna mengurangi patogenesitas BKD, indukan dengan titer BKD tinggi harus dimusnahkan, kepadatan dikurangi, menghindari stress, dan meningkatkan aklimatisasi sebelum diletakkan dari air tawar ke air laut [2]. Tindakan pengontrolan dapat dilakukan dengan mengontrol anak sungai dari produk dan buangan budidaya, depopulasi, pembersihan dan disinfeksi lokasi budidaya, pengosongan hingga 90 hari sebelum budidaya dimulai, budidaya 1x dalam setahun, pengontrolan kutu air untuk menurunkan penyebaran infeksi [1]. Budidaya pembesaran, harus berhati-hati dengan menggunakan telur dari hatchery yang bebas BKD. Diperlukan juga perlakuan karantina benih hingga ukuran tokolan jika benih berasal dari daerah rawan BKD. Treatmen telur dengan iodofor tidak akan berguna sebab hanya karna mematikan bakteri di permukaan, bukan patogen di bagian dalam dan tidak mencegah infeksi vertikal [3].Disinfeksi air budidaya dengan 0,05mg klorin/L dapat menginaktivasi bakteri dalam 18 detik [8].

Referensi

Raidal, S., Garry Cross, Stan Fenwick, Philip Nicholls, Barbara Nowak, Kevin Ellard, Frances Stephens. 2004. Aquatic Animal Health: Exotic Diseases Training Manual. Murdoch Print: Australia
Reantaso M G., B., Mcgladdery S E, Subangsinghe. 2001. Asian Diagnostic Guide to Aquatic Animal Diseases. FAO Fisheries Technical Paper, No. 402, supplement 2. Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO), Rome, Italy, 240 pp.
Schlotfeldt, H.J. Alderman, D.J. , F Baudin-Laurencin., E.M Bernoth., D.W. Bruno., W. Daelman, E. Lorenzen, K.Thorut. 1995. WHAT Should I Do: A Practical Guide For The Fresh Water Fish Farmer. European Association Of Fish Pathologist
Bruno, D.W., P.A. Noguera, T.T. Poppe. 2010. A Colour Atlas of Salmonid Diseases Second Edition. Springer: London
Eiras, J.C., H. Segner,T. Wahli,B.G. Kappoor (ed). 2008. Fish Diseases Volume 2. Science Publishers:
Meyers, T., Burton, T., Bentz, C., Starkey, N. 2008. Common Disease of Wild and Cultured Fishes in Alaska. Alaska Department of Fish and Game: USA
Yin, L.K (Ed). 2004. Current Trends in the Study of Bacterial and Viral Fish and Shrimp Diseases. World Scientific Publishing : Singapore
Pascho, R.J., Landolt, M.L. and Ongerth, J.E. (1995) Inactivation of Renibacterium salmoninarum by free chlorine. Aquaculture, 131, 165–175.
Woo, P.T.K., D.W. Bruno, L.H. Susan Lim (Ed). 2002. Diseases and Disorders of Finfish in Cage Culture. CABInternational: Wallingford
Noga, E J. 2010. Fish disease : diagnosis and treatment / Second Edition. Blackwell Publishing
Smith, S.A (Ed). 2019. Fish Disease and Medicine. CRC Press: Boca Raton

Integrasi budidaya udang dan magrove

noreply@blogger.com (dokter ikan) — Sun, 20 Apr 2025 08:14:00 +0000

Budidaya udang membutuhkan lahan yang cukup luas. Meskipun intensifikasi telah dilakukan, produksi udang masih banyak dilakukan dengan metode ekstensifikasi. Ekstensifikasi pada budidaya udang bersinggungan dengan aspek lingkungan dan sosial. Lingkungan yang terdampak salah satunya adalah area mangrove dimana banyak dilakukan deforestasi untuk ekstensifikasi budidaya. Untuk mengatasi hal tersebut, belakangan banyak dikembangkan budidaya udang terintegrasi dengan mangrove. Budidaya ini dilakukan dengan memelihara udang pada lahan yang disitu juga terdapat mangrove. Budidaya udang terintegrasi mangrove ini sering disebut sebagai budidaya organik. Lebih jauh lagi, konsep budidaya perikanan yang digabungkan dengan konservasi disebut dengan silvofishery.
Vietnam merupakan salah satu negara yang telah menerapkan budidaya udang bersama mangrove. Udang dibudidayakan bersisian dengan mangrove dalam sistem budidaya terintegrasi. Tambak terisi dengan mangrove dan udang dengan bagian yang sama. Udang juga dibiarkan makan secara alami tanpa penambahan pakan komersil untuk mengurangi limbah. Hal ini merupakan salah satu upaya pemerintah Vietnam untuk melindungi mangrove. Pemerintah Vietnam menentukan batas plot untuk lahan mangrove adalah 50-70%, namun pembudidaya mampu membuat 30-50% saja. Mangrove dapat ditempatkan terpisah maupun bergabung. Bahkan terdapat pembudidaya yang menggunakan mangrove sebagai filter air limbah. Budidaya udang dengan mangrove ini, serupa dengan budidaya udang windu sebab udang dibudidayakan dengan padat tebar rendah.

Di Kolombia, kebanyakan area inlet dan outlet tambak mengorbankan mangrove. Tambak menduduki area antara hutan mangrove dan vegetasi daratan sehingga penghilangan mangrove masih membingungkan. Akan tetapi pembudidaya menghargai batas mangrove dimana desain tepian tambak seringkali tidak beraturan karena mengikuti tepi dari hutan mangrove yang asli. Di Indonesia, budidaya udang dengan mangrove telah dilakukan seperti di Desa Wedung, Kab. Demak dan Kab. Kendal, Jawa Tengah,

Budidaya udang terintegrasi mangrove memiliki beberapa kelebihan antara lain:

Mangrove akan menjebak sedimen
Mangrove memiliki populasi bakteri berbeda yang menguntungkan
Nutrien akan direcycle dan terkunci dalam tanah
Air budidaya lebih bersih. Air budidaya yang berasal dari hutan mangrove mampu menghilangkan nutrien berlebih seperti nitrat dan amonium, mengurunkan fluktuasi fosfat dan menghasilkan komponen bioaktif yang berfungsi sebagai antibakteri.
Mangrove merupakan hutan yang kaya karbon. Mangrove rata-rata dapat menyimpan 3-4 kali karbon lebih banyak daripada hutan tropis.
Pembudidaya memiliki kesempatan untuk mendapatkan keuntungan dari komoditas lain, sebab pada kepiting, kerang, tiram, udang liar, ikan liar dapat mudah tumbuh pada ekosistem mangrove. Mangrove juga dapat dipanen dan dijual secara berkala. Bagian kayu, daun, buah dapat dimanfaatkan oleh pembudidaya.
Sistem integrasi budidaya udang dan mangrove disamping dapat meningkatkan produktifitas budidaya perikanan, dapat mendukung konservasi dengan tersedianya ekosistem dan biodiversitas.

Bentuk integrasi budidaya udang pada mangrove selain menempatkan secara langsung pada petak budidaya, juga dapat dilakukan dengan menumbuhkan mangrove pada area tandon budidaya untuk menghilangkan beberapa nutrien. Kapasitas kemampuan mangrove ini dibatasi oleh lama paparan air dengan mangrove. Bentuk integrasi lain adalah dengan menempatkan mangrove di area buangan untuk menghambat resiko eutrofikasi dari perairan terdekat. Mangrove juga dapat dimanfaatkan sebagai nursery ground. Mangrove dengan kepadatan tinggi cocok digunakan untuk budidaya udang dan kepiting bakau, sedangkan kepadatan rendah cocok utuk budidaya ikan.

Gb. Contoh desain mangrove terintegrasi di Filipina (pict credit to Primavera et al., 2007)

Meskipun memiliki banyak kelebihan, budidaya udang terintegrasi mangrove masih dinilai memiliki kekurangan seperti keberadaan tanah yang mengandung asam sulfat seiring dengan pertumbuhan mangrove. Dampaknya, tambak menjadi asam dan hasil panen berkurang. Hal ini sebenarnya dapat diatasi dengan membuat parit-parit yang tidak hanya mengurangi banjir namun juga membuat asam sulfat terpapar ke udara. Tanah dimana terdapat mangrove juga dinilai memiliki sudut kemiringan yang rendah, drainase yang buruk, dan ekosistem yang sensitif sebab terdapat burung predator. Air limbah seringkali tidak dapat dibuang seluruhnya setelah panen. Hal ini beresiko tercampurnya air baru dengan sisa air limbah.Perlu diperhatikan juga keberadaan kepiting dan krustasea lain pada area mangrove. Hal ini disebabkan adanya resiko penularan patogen dari krustasea. Resiko ini dapat dikurangi dengan mengatur kepadatan mangrove.

Berkurangnya hasil panen pada budidaya udang dengan mangrove juga dapat berkaitan dengan padatnya pertumbuhan mangrove yang mengurangi ruang gerak, membatasi masuknya cahaya, dan guguran daun-daun mangrove yang mengotori. Adanya faktor ini dibuktikan dengan tingginya hasil panen ketika mangrove dikurangi kerapatannya. Lebar saluran air juga mempengaruhi produksi pada budidaya udang bersama mangrove. Diketahui bahwa tambak dengan saluran air kecil 0,3-0,5m/ha tidak cukup untuk penggantian air di tambak mangrove-udang. Hal ini terjadi pada tambak udang dengan mangrove yang padat (70-80% area). Saluran yang lebih besar atau jumlahnya banyak dapat membantu membuang daun yang busuk dan memperbaiki kualitas air. Pemilihan jenis mangrove juga dapat menjadi solusi agar sinar matahari dapat masuk.

Meskipun budidaya udang terintegrasi dengan mangrove bisa dilakukan, hal ini tidak bermakna pembudidaya dapat melakukan ekstensifikasi budidaya pada lahan padat mangrove. Terdapat keberlanjutan dan aspek ekologi mangrove yang harus dipertimbangkan agar tidak merusak ekpsistem mangrove yang telah ada. Oleh karena itu, Global Aquaculture Alliance (GAA) dan SEAFDEC merekomendasikan beberapa hal terkait pengelolaan praktek budidaya dengan mangrove antara lain:

Tambak baru tidak boleh dibangun pada ekosistem mangrove. Apabila harus membuang mangrove untuk pembuangan saluran air pada tambak baru, pembudidaya diwajibkan untuk melakukan reforestasi atau penanaman ulang mangrove yang hilang.
Area mangrove dijaga dengan luas 1,4-1,6ha agar mampu mengolah limbah dari 1 ha tambak intensif maupun semi intensif.
Dilarang menggunakan antibiotik ataupun bahan kimia dan biologis yang berbahaya bagi organisme di mangrove.
Tambak yang sudah melakukan budidaya udang terintegrasi mangrove harus melakukan mitigasi dan asesmen dampak negatif budidaya pada ekosistem mangrove
Seluruh bahan organik dan buangan tambak harus dibuang sesuai dengan aspek AMDAL, tidak mencemari mangrove
Pembudidaya memiliki tanggung jawab terhadap pemerintah terkait konservasi mangrove, terutama pada tambak tua yang sebelumnya merupakan mangrove untuk melakukan restorasi.
Pembudidaya menjadi promotor untuk memastikan keberlanjutan sumber daya mangrove, terutama terhadap penduduk setempat.
Mangrove seperti Avicennia, Sonneratia dan non Rhizophoracea dapat dipanen secara berkala (misal batang). Mangrove Rhizophorea, Ceriops, dan Rhizophoraceae lainnya dapat dipanen satu pohon utuh dan dapat ditanam ulang.
Tambak yang berbatasan dengan sungai atau pantai, area mangrove dapat dijadikan sebagai greenbelt.

Referensi

Ahmad, T., M. Tjaronge, E. Suryati. 2003. Performances Of Tiger Shrimp Culture In Environmentally Friendly Ponds. Indonesian Journal of Agricultural Science 4(2): 48-55

Ahmed, N., S. Thompson, M. Glaser. 2018. Integrated mangrove-shrimp cultivation: Potential for blue carbon sequestration. Ambio 2018, 47:441–452

Ben. 2023. Environmental management in prawn aquaculture. IISAP UQ Training 2023.

Binh, C.T., M.J. Phillips, H. Demaine. 1997. Integrated shrimp-mangrove farming system in the Mekong Delta of Vietnam. Blackwell Science

Gautier, D. 2002. “The Integration of Mangrove and Shrimp Farming: A Case Study on the Caribbean Coast of Colombia”. Report prepared under the World Bank, NACA, WWF and FAO Consortium Program on Shrimp Farming and the Environment. Work in Progress for Public Discussion. Published by the Consortium. 26 pages.

Mcllveen, S. & Hung, P.Q. 2019. Improving livelihoods and increasing coastal resilience: A look at integrated mangrove-shrimp aquaculture in Vietnam. Aquaculture 23(4): 11-13

McSherry M, Davis RP, Andradi-Brown DA, Ahmadia GN, Van Kempen M and Wingard Brian S.2023. Integrated mangrove aquaculture: The sustainable choice for mangroves and aquaculture?. Front. For. Glob. Change 6:1094306.

OECD. 2005. OECD Trade Policy Series: Environmental Requirements and Market Access. Organisation For Economic Co-Operation And Development

Perwitasari, W.K., Muhammad, F., & Hidayat, J.W. (2021). Budidaya Silvofishery Di Desa Mororejo Kabupaten Kendal Untuk Mendukung Program Budidaya Berkelanjutan. Jurnal Pengabdian Perikanan Indonesia, 1 (3), 196-201. http://doi.org/ 10.29303/jppi.v1i3.345

Stickney, R.R. & McVey, J.J. 2002. Resposible Marine Aquaculture. CAB International

SEAFDEC & ASEAN. 2007. InfoTips on mangrove-friendly shrimp farming. SEAFDEC/AQD Publications

Wulandari, C., N.T.K. Hapsari, D.W. Putranto, T.U. Syahid. 2023. Potensi Ekosistem Mangrove untuk Mewujudkan Kawasan Pesisir Berkelanjutan di Desa Wedung, Kecamatan Wedung, Kabupaten Demak, Jawa Tengah. Jurnal Parikesit 1(2): 81-92